Szennyvíz biotesztelése Daphnia módszerrel. Kezdje a tudományban

Biotesztelés (biológiai tesztelés) - a környezeti objektumok (víz stb.) minőségének felmérése a vizsgálati objektumnak számító élő szervezetek válaszai alapján.

Ez egy széles körben alkalmazott kísérleti módszer, amely toxikológiai kísérlet. A kísérlet lényege, hogy a vizsgálati objektumok a vizsgált környezetbe kerülnek, és egy bizonyos időt kibírnak (kitenek), amely alatt rögzítésre kerül a tesztobjektumok reakciói ennek a környezetnek a hatására.

A biotesztelési technikákat széles körben alkalmazzák a környezetvédelem különböző területein, és különféle célokra használják. A biotesztelés a fő módszer a vegyi anyagokra vonatkozó MPC-szabványok kidolgozásában (az egyes vegyi anyagok toxicitásának biotesztje), végső soron a környezeti és közegészségügyi veszély felmérésében. Így a szennyezettség mértékének felmérése a kémiai elemzés eredményei alapján, i.e. az eredmények környezeti veszélyek szempontjából történő értelmezése is nagymértékben támaszkodik a biológiai vizsgálati adatokra.

A biotesztelési módszerek, mivel biológiai alapjai, a kapott adatok értelmében közel állnak a víz kémiai elemzésének módszereihez: a kémiai módszerekhez hasonlóan tükrözik a vízi biocenózisokra gyakorolt hatás jellemzőit.

A biotesztelési módszerekre vonatkozó követelmények:

- a vizsgált szervezetek érzékenysége a szennyező anyagok kellően alacsony koncentrációjára.
- a vizsgált szervezetek reakcióinak inverziójának hiánya a szennyező anyagok koncentrációjának különböző értékeire a természetes vizekben meghatározott értékek határain belül;
- megbízható eredmények megszerzésének képessége, a módszerek metrológiai biztonsága;
- a tesztszervezetek rendelkezésre állása a gyűjtéshez, a tenyésztés és a laboratóriumi karbantartás egyszerűsége;
- a bioteszt eljárásának és technikáinak egyszerű végrehajtása;
- a biotesztelési munkák alacsony költsége.

A biotesztelés két fő munkaterülete fejlesztés alatt áll:

- hidrobiontokat alkalmazó módszerek kiválasztása, amelyek lefedik a vízi ökoszisztéma főbb hierarchikus struktúráit és a trofikus lánc láncszemeit;
- a legérzékenyebb tesztszervezetek felkutatása, amelyek lehetővé teszik az alacsony toxicitási szint rögzítését, miközben biztosítják az információk megbízhatóságát.

Az édesvízi ökoszisztémák szennyezettségének a vízi környezet biotesztelésén alapuló toxikológiai értékeléséhez többféle vizsgálati objektum alkalmazása javasolt: algák, daphnia, ceriodaphnia, baktériumok, protozoonok, rotiferek és halak.

Az algák minden természetes ökoszisztémában a tápláléklánc alapját képezik. A legérzékenyebb szervezetek a vegyszerek széles skálájára, a mosószerektől az NFPR-ig. Sejtpusztulás, növekedési ütem megzavarása, fotoszintézis folyamatok változása stb. metabolikus. folyamatokat. Chlorella vulgaris, Scenedesmus quadricauda, Anabaena, Microcystis, Oscillatoria, Phormidium.

Baktériumok - szerves vegyületek bomlási (biodegradációs) sebességének változása / Nitrosomonas, Nitrosobacter; a szervezet anyagcsere-folyamatainak változásai - Escherichia coli (egy toxikus anyag glükóz fermentációra gyakorolt hatásának értékelése)

Protozoa. Daphnia. DDT, (HCCH) hexaklór-ciklohexán, HEAVY fémek (réz-cink-kadmium-króm), biogén elemek. Daphnia magna.

Rotiferek

Hal. Guppik (Poecilia reticulata) - fémek, peszticidek; zebrahal (Brachidanio rerio).

Természetes vizek halai. Erősen érzékeny: - lazac (pisztráng), tüske, csótány, csótány, szenes, csuka, csúcs; közepesen érzékeny: sügér, vörös keszeg, keszeg, cserfe, ponty, sivár.

Víz toxicitása

A toxicitás jelenlétét a negatív hatások vizsgálati objektumokban való megnyilvánulásai alapján ítélik meg, amelyeket a toxicitás mutatóinak tekintenek.

A toxicitás indikátorai között vannak: általános biológiai, fiziológiai, biokémiai, kémiai, biofizikai stb.

A toxicitás indikátora egy tesztreakció, amelynek változásait egy toxikológiai kísérlet során rögzítik.

Megjegyzendő, hogy a környezeti és vízi toxikológiában a toxikológiai (bioteszt) indikátorok a különböző vizsgálati tárgyakon végzett biotesztelés indikátorai. Ugyanakkor az egészségügyi és higiéniai szabályozásban a toxikológiai mutatók alatt a mérgező vegyi anyagok koncentrációját értjük (például az ivóvíz szabályozásában annak ártalmatlanságát jellemzik).

A természetes vízminták biotesztelésénél általában két kérdést tesznek fel: - a természetes víz mintája mérgező-e; - milyen mértékű a toxicitás, ha van ilyen?

A toxicitási mutatók regisztrálásán alapuló minták biotesztelése eredményeként a toxicitás értékelése az egyes biológiai objektumokra megállapított kritériumok szerint történik. A vizsgált területről származó kísérleti minta biotesztjének eredményeit egy kontroll, nyilvánvalóan nem toxikus mintával hasonlítják össze, a toxicitás jelenlétét pedig a kontroll és a tapasztalatok különbsége alapján ítélik meg.

Ebben az esetben az expozíció hatásait akutra és krónikusra osztják. Ezeket akut és krónikus toxikus hatásoknak vagy akut és krónikus toxicitásnak (OTD és CTD) nevezik. Ezeket a kifejezéseket a biotesztelés eredményeinek kifejezésére használjuk.

Akut toxikus hatás - olyan hatás, amely a vizsgálati tárgy gyors reakcióját okozza. Leggyakrabban a tesztreakció „túlélésével” mérik viszonylag rövid időn keresztül.

Krónikus toxikus hatás - olyan hatás, amely egy vizsgálati tárgy reakcióját váltja ki, amely viszonylag hosszú időn keresztül nyilvánul meg. Tesztreakciókkal mérve: túlélés, termékenység, növekedésváltozás stb.

A vizsgált tárgyak mérgező expozícióra adott válasza az expozíció intenzitásától vagy időtartamától függ. A biotesztelés eredményei szerint kvantitatív összefüggést találunk a becsapódás nagysága és a vizsgált tárgyak reakciója között.

Az organizmusok reakciója a mérgező vegyi anyagok hatására egymással összefüggő, evolúciósan kialakult reakciók komplexuma, amelyek célja a test belső környezetének állandóságának megőrzése és végső soron a túlélés.

Feltárták az organizmusok toxikus hatásokra adott reakcióinak bizonyos mintáit. Általában egy mérgező anyag szervezetre gyakorolt hatását két fő paraméter írja le: a koncentráció és az expozíciós idő (expozíció). Ezek a paraméterek határozzák meg a mérgező anyag szervezetre gyakorolt hatásának mértékét.

Expozíció - az az időszak, amely alatt a szervezet a vizsgált tényező, különösen egy kémiai anyag hatása alatt áll. Az expozíciótól függően akut vagy krónikus toxikus hatásokat különböztetnek meg.

A toxikus expozíció eredményét általában toxikus expozíció hatásának nevezik. A mérgező anyagok szervezetre gyakorolt hatása és koncentrációja közötti kapcsolat leírására különféle funkciókat javasoltak, például a Haber-képletet:

ahol E a hatás hatása (eredménye);

C a hatóanyag koncentrációja;

T - expozíciós idő (expozíció).

E - az expozíció bármely eredményét jelöli (a teszttárgyak halálát), és a C és T értékek a megfelelő mértékegységekben fejezhetők ki.

A Haber-képletből látható, hogy a koncentráció-expozíciós idő hatása között közvetlen funkcionális kapcsolat van: a hatás minél nagyobb lesz, minél nagyobb az expozíció nagysága (az anyag koncentrációja) és/vagy az időtartama.

A Haber-képlet lehetővé teszi a különböző vegyi anyagok biológiai hatásainak összehasonlítását koncentrációjuk vagy expozíciójuk elemzésével. Ezen értékek bármelyikének különbsége az organizmusok toxikus hatásokkal szembeni érzékenységének különbségeit tükrözi.

Alacsony koncentrációknál vagy expozíciónál az expozíció hatása kis számú vizsgálati objektum populációjában nyilvánul meg, amelyek a legérzékenyebbek, pl. legkevésbé ütésálló. A koncentráció vagy az expozíció növekedésével a rezisztens organizmusok száma csökken, és végül minden (vagy majdnem minden) szervezetnek sikerül jól meghatározott toxikus hatásokat regisztrálnia. Egy toxikológiai kísérlet során megállapítják a vizsgált objektumok reakcióinak függését az expozíció nagyságától vagy idejétől.

Kémiai toxicitási paraméterek:

- Halálos koncentráció (LC50) - egy toxikus anyag koncentrációja, amely a vizsgált szervezetek 50%-ának egy bizonyos idő alatt elpusztul (minél alacsonyabb az LC50, annál nagyobb egy vegyi anyag vagy víz toxicitása)
- Maximális inaktív koncentráció - a vegyszer (vizsgálati víz) legmagasabb mért koncentrációja, amely nem okoz megfigyelhető kémiai hatást (minél alacsonyabb az MNC, annál nagyobb a vegyszer vagy a szennyvíz toxicitása).

Nem minden élőlény reagál egyformán ugyanarra az expozícióra. A reakció a levegőre való érzékenységtől függ.

A szervezet mérgező anyagokkal szembeni érzékenysége a hatásaira adott reakciók összessége, amely a szervezet reakciójának mértékét és sebességét jellemzi. Olyan mutatók jellemzik, mint a válasz (reakció) megnyilvánulásának kezdetének időpontja vagy a mérgező anyag koncentrációja, amelynél a reakció megnyilvánul; nemcsak a különböző fajokban, hanem ugyanazon faj különböző egyedeiben is jelentősen eltér.

Az S.A. által kifejlesztett érzékenységi sorozat szerint Patin (1988) szerint a tesztobjektumok a következőképpen rendezhetők el:

Hal-zooplankton-zoobentosz-fitoplankton-baktériumok-protozoa-makrofiták.

Vannak más érzékenységi sorozatok is.

Például cellulóz- és papíripari vállalkozások vizeinek biotesztjénél: algák-baktériumok-halak (az érzékenység csökkentésére).

A biotesztet befolyásoló tényezők:

- a tesztszervezeteket befolyásoló tényezők (expozíció; tenyésztési feltételek; természetben - növények és állatok életkörülményei; életkori sajátosságok, évszak, a tesztszervezetek táplálékkal való ellátása, hőmérséklet (pesszimum és optimum), megvilágítás);
- a vizsgált természetes víz fizikai és kémiai tulajdonságait meghatározó tényezők, amelyektől a vizsgált szervezetekre gyakorolt toxicitása függ (a minta frissessége, lebegő részecskék jelenléte benne).

TsOS PV R 005-95

A dokumentumot a következő szerzők csoportja dolgozta ki: Rakhmanin Yu.A., Cheskis A.B. (fejlesztési menedzserek), Eskov A.P., Kiryanova L.A., Mikhailova R.I., Plitman S.I., Rogovets A.I., Tulakina N.V., Rusanova N.A., Doneryan L. G., Pozharov A.V.

A mellékletekben felhasználták az RD 118-02-90 * Útmutató vízbiotesztelési útmutató anyagait és a „BIOTESTER” eszköz használatára vonatkozó módszertani dokumentumokat, valamint „Módszerek a sugárzással sterilizált egyszer használatos gyógyászati termékek toxicitásának ellenőrzésére” c. vagy gázmódszer” (Szovjetunió Egészségügyi Minisztériuma, 1991. ).

________________
* Az alábbiakban hivatkozott dokumentumot nem reprodukáljuk. További információért kérjük, kövesse a linket

Beküldő: Műszaki Szabványügyi Bizottság TK-343 "Vízminőség"

Bemutatja: Az oroszországi állami szabvány élelmiszer-, könnyűipari és mezőgazdasági termelés szabványosítási és tanúsítási osztálya

Jóváhagyta: az oroszországi Gosstandart elnökhelyettese 95.10.12-én közzétételre és terjesztésre módszertani kézikönyvként.

Regisztrálta: Ivóvizet, anyagokat, technológiai folyamatokat és a háztartási ivóvízellátásban használt berendezéseket tanúsító központi szerv N TsOS PV R 005-95

ÁLTALÁNOS RENDELKEZÉSEK

A vízellátási források egyre növekvő antropogén szennyezésével összefüggésben a vízszolgáltató vállalkozások által a lakosságnak szállított ivóvíz biztonságának és ártalmatlanságának biztosítása nagymértékben függ a vízminőség-ellenőrzés teljességétől, megbízhatóságától és hatékonyságától a rendszer összes technológiai láncszemében. : víztestek ellenőrzési pontjain, vízbevételi pontokon, tisztítás és fertőtlenítés után tiszta vizet tartalmazó tartályoknál, fogyasztóknál elosztó vízellátó hálózatban. Ugyanakkor a víz biztonságát és ártalmatlanságát együttesen meghatározó szabványosított és ellenőrzött minőségi paraméterek száma az elmúlt évtizedben több mint kétszeresére nőtt, és az Egészségügyi Világszervezet (WHO) ajánlásaival összhangban több mint a duplájára nőtt. mint 100 szabvány. Számos nehézfém és a legtöbb szerves toxikus anyag magas toxicitása és ennek megfelelően alacsony maximális megengedhető koncentrációja (MAC) jelentősen megnehezíti az analitikai kémiai ellenőrzés eljárásait, hosszú időt és igen jelentős anyagköltséget igényel az integrált vízminőség-ellenőrzés. Ezenkívül még a szabályozási dokumentumokban meghatározott összes egyedi mutató vízminőségének teljes elemzése sem teszi lehetővé azok összetett hatásának az emberi szervezetre történő meghatározását, és a relatív koncentrációk összegzésére szolgáló rendszer elfogadása nem tükrözi teljes mértékben a vízminőség mechanizmusát. a mérgező anyagok kumulatív hatása az ember által fogyasztott víz veszélyességi fokára.

E tekintetben az ivóvízellátó rendszerek vízminőségének ellenőrzésére szolgáló hagyományos módszerek mellett a vízellátás és az ivóvíz vízforrásainak veszélyességi fokának felmérésén alapuló biológiai vizsgálati módszerek a speciálisan elkészített élő szervezetek reakciója alapján - teszt objektumok használhatók.

A biotesztelési módszerekkel nyert információk egyik jellemzője az összes toxikus hatás észlelésének és tükrözésének integrált jellege a vízben található toxikus anyagok kombinációja és együttes jelenlétük összetett tényezői miatt.

Ugyanakkor a különböző biotesztelési módszerek alkalmazását bizonyos feltételekkel korlátozni kell az ellenőrzés céljaihoz, a vízmintavétel helyéhez, a hatékonyság mértékéhez, stb., az egyes módszerek sajátosságaitól függően. Lehetőség van összetett biológiai tesztek alkalmazására, amelyek kiegészítik egymást a toxikus anyagok különböző csoportjaival szembeni érzékenység szempontjából.

A biotesztelési módszerek alkalmazása minden esetben nem helyettesítheti a hatályos szabályozási dokumentumokban meghatározott analitikai fizikai és kémiai ellenőrzést, azonban a biotesztek jelentősen kiegészíthetik annak eredményeit a vízben található toxikus anyagok komplex hatásának felmérésével, növelhetik a kimutatás hatékonyságát. az ivóvízforrások veszélyes szennyezettségi szintje a sürgősségi intézkedések meghozatala érdekében tartalékkapacitások bevezetésére a fogyasztók tisztítására vagy figyelmeztetésére, valamint bizonyos esetekben lehetővé teszi a fizikai és kémiai ellenőrzéshez szükséges mintavétel gyakoriságának növelését, és ennek megfelelően az ellenőrzés költségeinek csökkentését stabil mutatók a forrásvíz biztonságának szintjéről a vízellátás forrásában, biotesztekkel megerősítve.

Ez a dokumentum általános irányelveket határoz meg a különböző biotesztelési módszerek központi ivóvízellátó rendszerekben történő használatára vonatkozóan, a vízellátási források vízminőség-ellenőrzésének és a fogyasztóknak szállított kezelt víznek a hagyományos fizikai és kémiai ellenőrzési módszerekkel kombinált speciális problémáinak megoldására.

A módszertani ajánlásokat a vízellátási és higiéniai vállalkozásoknak szánják a vízminőség-ellenőrzési rendszerek javítása, megbízhatóságának és hatékonyságának növelése érdekében, és az Orosz Állami Egészségügyi és Járványügyi Felügyeleti Bizottság is felhasználhatja a minőség-felügyeleti feladatok ellátása során. a vízellátás vízforrásairól és az ivóvíz minőségéről, hogy növelje az ellenőrzött víz biztonsági értékelésének (ártalmatlanságának) megbízhatóságát a benne lévő mérgező anyagok komplex hatásaival kapcsolatban.

KÖZVÍZ- ÉS IVÓVÍZELLÁTÁSI RENDSZEREK VÍZMINŐSÉG-ELLENŐRZÉSÉRE ALKALMAZOTT BIOTESTEZÉSI MÓDSZEREK JELLEMZŐI

A biotesztelési módszerek főbb jellemzői, amelyek meghatározzák az ivóvízellátó rendszerekben való lehetséges alkalmazásuk céljait és feltételeit:

- a tesztobjektum típusa;

- a vizsgált objektum szabályozott paramétere (tesztreakció);

- a vizsgálati válasz mérésére szolgáló eljárások;

- értékelési szabványok az ellenőrzött környezet (víz) veszélyességi fokának egy személyre történő meghatározására a tesztreakció mért paraméterei szerint.

A halak, rákfélék (daphnia stb.), csillós állatok, embrionális szervezetek, algák, enzimek, baktériumok stb. felhasználhatók tesztobjektumként a modern biotesztelési módszerekben a víz biztonságának (ártalmatlanságának) ellenőrzésére.

A vizsgálati tárgyakkal szemben támasztott fő követelmény a rendelkezésre állás, az egyszerűség és a könnyű termesztés vagy tárolás, valamint a vízben lévő, emberre veszélyes mérgező anyagokkal szembeni kellő érzékenység.

A vizsgált tárgy tesztreakciója toxikus anyagoknak vagy más káros környezeti tényezőknek kitéve kifejezhető a vizsgált tárgyak halálában (túlélésben), a szaporodás intenzitásának csökkenésében, a mobilitás csökkenésében vagy más, erre a vizsgálati tárgyra jellemző viselkedési jellemzőkkel. , valamint egyes sejtekben és enzimrendszerekben lezajló biokémiai folyamatok visszaszorításában.

A tesztreakciók fő követelményei a biotesztelési módszerek gyakorlati felhasználásra történő kiválasztásakor a normától való regisztrált eltérések egyértelműen meghatározott függése a vízben lévő toxikus anyagok koncentrációjától, valamint a vizsgálat mennyiségi értékeinek megfigyelésének és rögzítésének lehetősége. reakciók a szükséges pontossággal és megbízhatósággal a rendelkezésre álló eszközök segítségével.

A vízellátó rendszerek vízminőségének ellenőrzésére szolgáló biotesztelési módszerek alkalmazása során a tesztreakciók mérési eljárásainak fő követelményei az a képesség, hogy a lehető leghamarabb megkapják a szükséges „választ” a veszélyes mérgező anyagok vízben való megjelenésére. Ez általában speciális vezérlőeszközök használatát igényli automatizálási elemekkel, amelyek biztosítják a rögzített tesztreakciók konvertálását a víz toxicitási jellemzőinek normalizált értékeivé.

A biotesztelési módszerek, amelyekben a tesztreakció mérésére szolgáló eljárásokat hosszú megfigyelési időre tervezték, korlátozottan alkalmazhatók a háztartási és ivóvízforrás vizsgálatának és kiválasztásának szakaszában, vagy a vízellátó források monitorozása során. ismert stabil vízminőség.

A biotesztelési módszerek alkalmazása során alkalmazott értékelési szabványoknak lehetővé kell tenniük, hogy a kapott mérési eredmények alapján következtetést lehessen levonni a víz veszélyességi fokára, és megtegyék a szükséges intézkedéseket az ivóvizet fogyasztó lakosság egészségének esetleges veszélyeztetésének megakadályozására. ezt a vízellátó rendszert, ha a megengedett veszélyességi (toxicitási) szabványokat túllépik.

Jelenleg a jelenlegi szabályozási dokumentumokban nincsenek jóváhagyott normalizált értékek a biotesztelési módszerekkel mért maximálisan megengedhető komplex toxikus hatásoknak.

Ebben a tekintetben minden egyes biotesztelési módszer esetében speciális vizsgálatok eredményeként összefüggéseket állapítanak meg a melegvérű állatokra esetlegesen toxikus hatással rendelkező tesztreakciók rögzített értékei vagy a specifikus toxikus anyagok koncentrációi között. alapján az ellenőrzött víz toxicitásának (veszélyeztetésének) bizonyos becsült értékeit vezetik be, a biotesztelés során rögzített mérési eredményektől függően.

Ugyanakkor szem előtt kell tartani, hogy ezek a becsült értékek nem kritériumai a víz veszélyességének vagy biztonságának, ha egy személy hosszú ideig ivásra használja; csak jelezhetik a veszélyes koncentrációjú mérgező szennyező anyagok vízben való jelenlétének vagy hiányának valószínűségét, amit a megfelelő kémiai ellenőrzés eredményeivel kell megerősíteni, amely alapján a mindenkori MPC-k figyelembevételével következtetést vonnak le. az ivóvíz megállapított követelményeknek való megfelelőségéről és emberi felhasználásra való alkalmasságáról.

Ugyanakkor összehasonlításban, például a különböző víztisztítási technológiák értékelésekor, amelyek biztosítják, hogy bizonyos típusú mérgező anyagokra megfeleljen a jogszabályi követelményeknek, előnyben kell részesíteni azokat a módszereket, amelyek a biotesztelési módszerekkel meghatározott magasabb szintű biztonságot nyújtják. .

Az 1. táblázat felsorolja a háztartási vízellátó rendszerek vízminőség-ellenőrzésére javasolt biológiai vizsgálati módszerek főbb jellemzőit. A módszerek leírását referencia mellékletek tartalmazzák, amelyek számozása megfelel az 1. táblázatban szereplő tesztobjektumok számának.

Asztal 1


tesztobjektum	Teszt reakció	Tesztreakció mérési módszer	Standard (toxicitási index)
1. Sejtes tesztobjektum (szemcsés bika cum fürdő)	A vizsgált objektum mobilitási mutatóinak megváltoztatása	A szórt sugárzás intenzitásában bekövetkező ingadozások számának kiszámítása, amelyet egy vizsgálandó tárgy optikai szondán való áthaladása okoz, automatikus vezérlőrendszer segítségével	A toxicitási index megengedett értékei (a vizsgált tárgy mobilitását jellemző meghatározott értékek aránya a kísérleti és kontrolloldatokban): %
2. Paramecium csillósok	Kemotaxis reakció - az irányban mozgó csillók száma az elemzési zónában	Mérés a "Biotester" sorozatú eszközökkel (például "Biotester-2"), amelyek lehetővé teszik a tesztreakciók regisztrálását a hagyományos toxicitási egységekben megadott adatokkal.	A toxicitási index megengedett értékei (megengedett szennyezettségi fok): ; magas fokú szennyezés:
3. Tetrahymen csillós- periformis	Változások a túlélésben és a szaporodási intenzitásban	Vizuális értékelés (számlálás) a vizsgált tárgyak számának mikroszkóp alatt meghatározott időközönként (15 perc, 1 óra, 6 óra, 24 óra, 48 óra).	Akut toxikus hatás - a csillós állatok 100%-ának elpusztulása 6 órán belül. Krónikus toxikus hatás toxicitási aránynál (a vizsgálati objektumok számának csökkenése a kontrollhoz képest 48 óra alatt).
4. E Collie baktériumtörzs	A mikroorganizmusok dehidrogenáz aktivitásának változása (az aktív enzim elnyomása)	A metilénkék elszíneződési idejének meghatározása, mint a dehidrogenáz enzim aktivitásának közvetett indikátora.	A toxicitás hiányának jele - az elszíneződési idő eltérése a kontrollmintától kevesebb, mint 15%.
5. Kagylók nye (daphnia, ceiodaphnia)	Változások a túlélésben és a termékenységi arányokban	A vizsgálati objektumok számának vizuális értékelése (számlálása) bizonyos időközönként a kontroll mintákkal összehasonlítva.	Akut toxikus hatás - a rákfélék több mint 50%-ának elpusztulása 96 óra alatt. Krónikus toxikus hatás - jelentős csökkenés a kontroll vizsgálati tárgyakhoz képest 20 napon belül.
6. Algák (scenedesmus, chlorella)	A szaporodás intenzitásának csökkentése (algasejtek növekedése)	A sejtek számának növekedésének vizuális értékelése (számlálása) a kontrollkísérlethez képest.	Toxikus hatás mutatója - a sejtek számának növekedési ütemének jelentős csökkenése a kontrollhoz képest 96 óra (akut toxikus hatás) és 14 nap után (krónikus toxikus hatás)
7. Hal (guppi, zebrahal)	Csökkent túlélés	A vizsgált vízben életben maradt tesztobjektumok átlagos számának vizuális értékelése (számlálása) a kontroll kísérlethez képest	Akut mérgező hatás - a halak 50%-ának vagy többnek az elpusztulása 96 óra alatt. Krónikus toxikus hatás - jelentős csökkenés a halak túlélésében 30 napig a kontrollkísérlethez képest

Az 1. táblázatban felsoroltak mellett speciális módszerek találnak gyakorlati alkalmazást a háztartási és ivóvízellátó rendszerek vízminőségének értékelésére, különösen a teljes mutagén aktivitás meghatározására biológiai tesztrendszerek segítségével, megfelelő előkészítés után. Az ivóvíz elemzésénél ez a készítmény magában foglalja az extrakciót, a koncentrálást és a sterilizálást. A kapott kivonatok mutagén potenciáljának felmérésére leggyakrabban az Ames-tesztet (Salmonella/mikroszómák) és a citogenetikai rendellenességek (kromoszóma-rendellenességek, mikronukleuszok, testvérkromatid-cserék) kiváltására szolgáló teszteket alkalmazzák. Ezen eljárások leírását az "Útmutató a levegő- és vízszennyezés teljes mutagén aktivitásának kísérleti értékeléséhez" című dokumentum tartalmazza (Szovjetunió Egészségügyi Minisztériuma, M., 1990). Ezeknek a módszereknek a végrehajtásának összetettsége lehetővé teszi azok alkalmazását kutatóintézetek speciális laboratóriumaiban, amelyek rendelkeznek a szükséges felszereléssel és képzett személyzettel.

Ezeket a vizsgálatokat különösen az Orosz Orvostudományi Akadémia AN Sysin Humán Ökológiai és Környezethigiéniai Kutatóintézetében végzik szisztematikusan.

A KÖZPONTOS KÖZVÍZ- ÉS IVÓVÍZELLÁTÁSI RENDSZEREK VÍZMINŐSÉG-ELLENŐRZÉSÉRE VONATKOZÓ BIOTESTÉZÉSI MÓDSZEREK ÁLTALÁNOS SZABÁLYAI

A központosított ivóvízellátó rendszerek vízminőség-ellenőrzése magában foglalja a vízminták gyűjtését és elemzését a technológiai séma következő fő elemeiben:

- a vízellátás forrásában a vízfelvétel előtt;

- a vízkezelési folyamat közbenső szakaszaiban (technológiai ellenőrzés);

- tisztavíz-tartályokban és (vagy) csővezetékekből, mielőtt a vízelosztó hálózatba kerül;

- a vízellátó hálózatban elosztó oszlopokból vagy csapokból

Ezenkívül a nagy vízellátó rendszerekben a vízellátó vállalat erői ellenőrzik a vízellátás felszíni forrásait különböző helyeken mintavétellel, általában az egészségügyi védelmi övezeten belül.

Figyelembe véve a biotesztelési módszerek sajátosságait, amelyek a legtöbb vizsgálati objektum érzékenységéhez kapcsolódnak a vízkezelés során használt fertőtlenítőszerekre, valamint az egyes biotesztelési módszerek jellemzőit az eredmények megszerzésének időzítése szempontjából (expressz ellenőrzés végrehajtásának lehetősége) és a különböző típusú toxikus anyagok azonosításának univerzalitási foka a táblázatban A 2. táblázat ajánlásokat ad a különböző típusú biológiai tesztek előnyös használatára vonatkozóan a vízminőség monitorozására különböző létesítményekben és a vízellátó rendszerek különböző ellenőrzési pontjaiban.

2. táblázat


Az ellenőrzés tárgya	Ellenőrző pontok
Víz a vízforrásban	Ellenőrző pontok az egészségügyi védőzónákon belül
________________ * A dokumentum nem érvényes az Orosz Föderáció területén. A SanPiN 2.1.5.980-00 hatályos, a továbbiakban a szövegben. - Adatbázis gyártói megjegyzés.
		2. Folyamatos üzemi "riasztásvezérlés" a veszélyes koncentrációjú mérgező anyagok vízellátási forrásban történő hirtelen megjelenésének időben történő észlelésére, amelynek jelenléte speciális intézkedések meghozatalát igényli a további vegyszeres ellenőrzés, víztisztítás és (vagy) figyelmeztetés érdekében. népesség.
		3. Időszakos ellenőrzés a víz veszélyességi fokának meghatározására a benne lévő mérgező anyagok halmozott hatása alapján.
	vízvételi zóna	4. Folyamatos működésű automatizált "riasztásvezérlés"
		5. Időszakos ellenőrzés annak igazolására, hogy a forrásvíz megfelel-e az általános biztonsági követelményeknek
Vizet inni	tisztítsa meg a víztartályokat és az ellenőrző pontokat, mielőtt belépne az elosztórendszerbe	6. A víztisztítás és fertőtlenítés során képződő toxikus anyagok (fertőtlenítőszerek - szerves halogén vegyületek stb.) általános toxikus hatásának rendszeres ellenőrzése a klórmentesítés után
	vízmintavevő eszközök a vízellátó hálózatban	7. A vízminták időszakos ellenőrzése a vízellátó rendszer csővezetékein való áthaladás után az ivóvíz toxikus hatásainak hiányának igazolására.
Berendezésekben, termékekben és folyamatokban használt anyagok		8. Anyagok vízzel való kölcsönhatásából eredő toxikus hatás hiányának megerősítése anyagok (anyagok) felhasználási engedélyek kiadásához az ivóvízellátás területén

A 2. táblázatban foglalt ajánlásokon túlmenően figyelembe kell venni a biológiai vizsgálati módszerek néhány alábbi jellemzőjét, amelyek a toxikus anyagok bizonyos csoportjaira való érzékenységükhöz kapcsolódnak, valamint a vizsgálati reakciók rögzített eredményeinek összehasonlításának lehetőségét a standardizált módszerek adataival. kémiai-analitikai ellenőrzés.

Sejtes vizsgálati objektum (granulált bikasperma) esetén a mért tesztreakció korrelációs függősége a toxikometriai paraméterek szintjétől (patkányoknál fél halálos dózis) és a szerves toxikus anyagok (klórozott szénhidrogének, fenolok, akrilamid, formaldehid) széles skálájának koncentrációjától. stb.), amelyek különösen polimer anyagokkal és termékekkel érintkezve kerülhetnek vízbe. Meghatározták a toxicitási index határértékeit, amelyeknél a laboratóriumi állatok nem reagálnak a vízben bizonyos koncentrációkban jelen lévő különféle toxikus anyagok kombinációjára. Ennek alapján ezt a módszert az Orosz Egészségügyi Minisztérium jóváhagyta az orvosi berendezésekben használt polimer anyagok értékelésére. Megállapították a vizsgálandó tárgy nehézfémekre (higany, ólom, kadmium) szembeni érzékenységét is.

A csillós állatokat használó biotesztelési módszerekhez olyan adatokat állítottak fel, amelyek jellemzik a víztartalmat, valamint számos szerves és szervetlen komponens koncentrációját, amelynél a vizsgálati reakciót rögzítik, tükrözve ezen komponensek akut toxikus hatását. Ennek alapján ez a módszer különösen a víztestek (vízellátási források) vízminőségének ellenőrzésére ajánlható, amelyek mérgező fémvegyületeket (higany, króm, kadmium, nikkel, réz, cink) és szerves anyagokat tartalmazhatnak. vegyületek (kloroform, benzol, akrilamid, vinil-acetát, metil-metakrilát stb.).

Enzimrendszerek vizsgálati tárgyként történő alkalmazásakor (a dehidrogenáz gátlás értékelése) a tesztreakciók kellően nagy érzékenysége a nehézfémionok (higany, ólom, réz, kadmium) magas koncentrációjú vízben való jelenlétére, valamint számos szerves vegyületek (fenolok, rezorcin, hidrokinon stb.). Az élő szervezetek helyett enzimteszt-rendszerek alkalmazásakor sajátos jellemző, hogy nincs kellő érzékenység a légúti mérgekre (cianidokra), rákkeltő anyagokra, például benzapirénre, valamint egyes anionokra (nitritek, nitrátok).

A rákfélék, algák és halak biotesztelő rendszerekben történő felhasználása az ellenőrzött víz akut és krónikus toxikus hatásainak meghatározására megfelelő kísérleti időtartam mellett, jellemzi a víz mérgező komponensekkel való szennyezettségét és az élőlények életfunkcióit befolyásoló káros tényezők jelenlétét. . Az egyes toxikus anyagokkal szembeni érzékenység tekintetében ezek a módszerek viszonylag kevésbé specifikusak például az infuzoriumok használatához képest, azonban a rögzített tesztreakciók veszélyes koncentrációknál előfordulhatnak nehézfémek (higany, króm stb.), fenolok vízben. és származékaik, néhány erősen mérgező növényvédő szer stb.

Ha összehasonlítjuk a biotesztelési módszerek érzékenységét az egyes vegyi anyagok analitikus kémiai meghatározásának módszereivel ellenőrzött vízmintákban, akkor általában megjegyzik, hogy alacsony vízszennyezési koncentrációknál lehetetlen rögzíteni a vizsgálati reakciókat MPC szinten, amelyeket mennyiségileg meghatároz kémiai módszerek.

Azok a tesztreakciók, amelyeket ténylegesen a szükséges megbízhatósággal rögzítettek az egyes toxikus anyagok vízben való jelenlétében a standard biotesztelési módszerekhez expressz kontroll módokban, az MPC-t jelentősen meghaladó koncentrációknál figyelhetők meg.

Tehát a csillóstestekkel végzett bioteszt alkalmazásakor akut toxikus hatás olyan koncentrációkban nyilvánul meg, amelyek 5 MPC a nikkel, 10-20 MPC a króm és kadmium, 50 MPC a kloroform, 100 MPC a benzol és 500 MPC a fenol. Kivételt képez a higany, amelynél 1-2 MPC tartalomnál akut toxikus hatást regisztrálnak.

Mindez azonban csak az egyes mérgező anyagok által okozott vízszennyezés eseteire vonatkozik, és a biotesztelési módszerek fő előnye a vízben jelenlévő toxikus anyagok kumulatív hatásának rögzítésében nyilvánul meg, amikor olyan befolyásoló tényezők összegzése lehetséges, amelyek jelentősen csökkentik a mérgező anyagok szintjét. az egyes mérgező anyagok kimutatása. Ugyanakkor a biotesztelési módszerek megfelelő műszerekkel történő alkalmazásakor az expressz ellenőrzés lehetősége lehetővé teszi a vészhelyzetek időben történő észlelését, amikor a hirtelen fellépő magas szintű vízszennyezés veszélyes mérgező anyagokkal rövid időn belül károsíthatja a közegészséget, amikor kis mennyiségű vizet fogyasztanak.

Az 1. és 2. táblázatban megjelölt bioassay módszereket fejlesztő szervezetek összefoglaló adatait és az ezekkel kapcsolatos főbb publikációkat a 3. táblázat tartalmazza.

3. táblázat


NN módszerek az 1. táblázat szerint és a tesztobjektumok	Fejlesztő szervezetek és tanácsadók	Irodalmi források
1 sejtes tesztobjektum (szemcsés bikasperma)	Összoroszországi Orvosi Berendezések Tudományos Kutató és Vizsgáló Intézete (VNIIIIIMT), Moszkva; JSC "BMK-INVEST", Moszkva	Kvantitatív expressz módszer az ivóvíz, a természetes vizek és az ipari szennyvizek toxicitásának értékelésére sejtes vizsgálati objektum segítségével. A.P. Eskov, R.I. Kayumov, Yu.S.
2 Paramecium csillós	JSC "Quantum", Szentpétervár	Módszer a vízminták toxicitásának meghatározására expressz módszerrel a "Biotester" készüléken, a Szovjetunió Egészségügyi Minisztériumának Higiéniai és Foglalkozási Patológiai Kutatóintézete, Ld 1991 A.V. Pozharov, Yu.A. Rakhmanin, S.A. Shelemotov. A víz műszeres biotesztjének alkalmazott szempontjai. "Higiénia és higiénia" 1994
3 Ciliates tetrachymene periformis	A. N. Sysinről elnevezett Humán Ökológiai és Környezethigiéniai Kutatóintézet (NIIECHiGOS), Moszkva	Víz biotesztelési módszerei, Chernogolovka, 1988
4 E-collie baktériumtörzs (dehidrogenáz enzim)	F. F. Erismanról elnevezett Moszkvai Higiéniai Kutatóintézet (MNIIG), Moszkva	A káros anyagok maximális megengedett koncentrációja a levegőben és a vízben. Használati útmutató, GIPH, Ld, 1972
5 rákfélék (daphnia, ceriodaphnia)	VNIIVODGEO, Moszkva; Hidrokémiai Intézet, Rostov; RAS Belvízbiológiai Intézet (IBVV), Dubna; GUAK, Oroszország Természeti Erőforrások Minisztériuma, Moszkva	Útmutató a víz biológiai teszteléséhez RD 118-02-09 * Goskompriroda of the USSR, M., 1991 MS ISO 6341:1989 "Vízminőség – A Daphnia motilitás gátlásának meghatározása"
6 alga (scenedesmus, chlorella)	Moszkvai Állami Egyetem, Moszkva	Útmutató a víz biológiai teszteléséhez RD 118-02-90 Goskompriroda of the USSR, M., 1991 MS ISO 6341:1989 „Vízminőség – Édesvízi alganövekedés-visszatartási teszt”
7 hal (guppi, zebrahal)	Tengeri Halászati Kutatóintézet (VNIRO), Rostov; Moszkvai Állami Egyetem, Moszkva	Útmutató a víz biológiai teszteléséhez RD 118-02-09 Goskompriroda of the USSR, M., 1991 M. N. Iljin. Akváriumi haltenyésztés, M., szerk.: MGU, 1997
8 Salmonella (biológiai tesztrendszerek a mutagén aktivitás meghatározására)	NIIECHiGOS névadója A. N. Sysin, Moszkva	V. V. Szokolovszkij, V. Sz. Zsukov, Yu. A. Rahmanyin, I. N. Ryzhova. Útmutató a levegő- és vízszennyezés teljes mutagén aktivitásának kísérleti értékeléséhez, Szovjetunió Egészségügyi Minisztériuma, M., 1990; A.M.Fonshtein, S.K.Abilev et al. Módszerek környezetszennyező anyagok genetikai aktivitásának elsődleges kimutatására bakteriális tesztrendszerek segítségével; Irányelvek, M., 1985

1. FÜGGELÉK: BIOTESZTELÉS SEJT TESZT OBJEKTUM ALKALMAZÁSÁVAL (granulált bikasperma)

1. A módszer elve

A módszer elve a spermiumok szuszpenziójának mobilitási indexének időfüggőségének elemzésén és mobilitásuk elnyomásának meghatározásán (átlagos mobilitási idő csökkenése) az ellenőrzött vízben lévő toxikus anyagok hatására. .

A spermiumok a testen kívül, egyszerű összetételű közegben akár több órán keresztül is létezhetnek anélkül, hogy funkcionális tulajdonságaik megváltoznának.

A csírasejtek, mint örökletes információhordozók fő célja a pete megtermékenyítése. Ennek a funkciónak a teljesítményét a megtermékenyítés helyére való mozgási képességük határozza meg, aminek következtében a mobilitás a fő mutatója a spermiumok élettani, biokémiai és morfológiai állapotának, amely nagyon érzékeny a spermiumok hatásaira. toxikus anyagok széles skálája.

A módszer megvalósítása egy automatikus analitikai rendszer (műszerkészlet) segítségével történik, amely összehasonlító értékelést nyújt a spermiumok szuszpenziójának mobilitási indexéről kísérleti (tesztelt) vízmintákban és kontrollközegekben, valamint meghatározza a számítási eljárásokat. és az eredmények kimenete az értékelt vízminták megfelelő toxicitási indexei formájában.

A rendszer által becsült motilitási indexet () a mozgékony sejtek koncentrációjának és sebességük átlagos modulusának függvényében határozzuk meg.

Hol van a mérőrendszer kialakításához kapcsolódó tényező.

A mobilitási index értékelése a sejtek optikai szondán való áthaladása által okozott szórt sugárzás intenzitásában bekövetkezett ingadozások automatikus számlálásával történik.

2. Tesztobjektum

A bika spermiumait vizsgálati tárgyként használják. A spermát mesterséges megtermékenyítő állomásokon nyerik folyékony nitrogénben fagyasztott granulátum formájában. A fagyasztott spermiumok folyékony nitrogént tartalmazó Dewar-ban korlátlan ideig tárolhatók.

A nitrogénnel (4-5 liter) való feltöltést 4-5 naponta kell elvégezni.

A spermiumszemcsékben lévő spermiumkoncentráció variációs koefficiense nem haladja meg a 10%-ot, ami elegendő stabilitást és reprodukálhatóságot biztosít a kísérletekben ahhoz, hogy ellenőrizhető vízi környezetben mérhető a mobilitásuk.

3. Analitikai rendszer

Az analitikai rendszer tartalmaz egy műszerkészletet, amely tartalmaz egy toxicitás-analizátort, egy minta-előkészítő egységet és egy nyomtatóval ellátott számítógépet, amely biztosítja az ellenőrzött tesztreakció automatikus kiértékelését, a mobilitás összehasonlító értékelésének eredményeinek feldolgozását és a végső kiadást. adatokat megfelelő kinyomtatott formában.

Rendszer specifikációk:

- a lézersugárzás hullámhossza - 0,63 mikron;

- lézersugárzási teljesítmény - legalább 1 mW,

- egy elemzés ideje - 10-300 s 10 s lépéssel;

- a küvetta (kapilláris) mozgásának ideje a mintával - legfeljebb 2 másodperc;

- a kocsi hátrafelé történő mozgásának ideje - legfeljebb 15 másodperc;

- a minták és a munkaminták hőmérséklete - 35-45 °C;

- a beállított hőmérséklettől való eltérés megengedett határai - ± 1,5 ° С;

- a küvetta (kapilláris) térfogata ellenőrzött mintával - 25 µl;

- IBM PC AT számítógéptípus (és az azt követő modellek).

A rendszer blokkvázlata az 1. ábrán látható

A komplexum blokkvázlata

1. ábra. Rendszer blokkdiagram

1 - kapilláris, 2 - kocsi, 3 - hajtás, 4 - kapilláris hőmérséklet-szabályozó egység, 5 - lézer, 6 - sugárosztó, 7 - mikrolencse, 8 - sugárosztó, 9 - képernyő, 10 - maszk, 11 - fotodióda, 12 - erősítő, 13 - vezérlő, 14 - számítógép, 15 - nyomtató, 16 - mintaelőkészítő egység és munkaminták

A rendszer kialakítása lehetővé teszi a szuszpenzióban lévő sejtes tesztobjektumok vizuális megfigyelését.

4. Segédberendezések, anyagok, reagensek

A segédberendezések, anyagok és reagensek a következők:

- küvetták (kapillárisok) az ellenőrzött minták analitikai rendszerbe helyezéséhez;

- 3-5 ml térfogatú kémcsövek földdugókkal a GOST 1770-74 szerint - 40 db;

- 0,2 ml és 0,5 ml térfogatú pipettaadagolók;

- 1000 ml-es őrölt dugós mérőlombikok - 2 db;

- Erlenmeyer-lombik őrölt dugóval 50 ml és 100 ml - 10 db, 500 ml és 1000 ml - 2 db;

- VT-500 típusú torziós mérleg;

- anatómiai csipesz;

- egy 26,5 literes SDP-25 márkájú Dewar edény - 2 db;

- Dewar edény 5 l-es márkájú SDS-5 - 1 db.;

- szárítószekrény;

- háztartási hűtőszekrény;

- bikasperma granulátumban, folyékony nitrogén hőmérsékleten lefagyasztva;

- folyékony nitrogén;

- kristályos nátrium-citrát, vegytiszta;

- kristályos glükóz;

- etanol;

- desztillált víz;

- bidesztillátum.

5. A bioteszt feltételei és eljárása

5.1. A munkaközeg hőmérsékletét a bioteszt során 40 ± 1,5 °C-on belül kell tartani. Ezt egy automata termosztatikus berendezés éri el.

5.2. Tesztelés

5.2.1. Az analitikai rendszer bekapcsolása a "Network" váltókapcsoló megnyomásával történik 30 perccel a tesztek megkezdése előtt. Számítógép segítségével beállítjuk a vizsgálati feltételeket: hőmérséklet, egy analízis ideje, a mintákat tartalmazó küvetták (kapillárisok) száma. A kívánt hőmérséklet elérésével és a rendszer üzemkész állapotával kapcsolatos információk megjelennek a kijelzőn.

5.2.2. Készítsen teszt- és kontrolloldatokat. Kontroll oldatként a készítmény glükóz-citrát tápközegét használjuk: glükóz - 4 g, nátrium-citrát - 1 g, desztillált víz - 100 ml. A kontroll tápközeg a fagyasztott sperma felolvasztására is alkalmas. A kísérleti (tesztelt) oldat (vízminták) izotonicitását száraz reagensek hozzáadásával érjük el: 4 g glükóz és 1 g nátrium-citrát 100 ml vízhez. Desztillált víz helyett ismert kémiai összetételű, biztonsági követelményeknek megfelelő forrásból származó víz "háttér" mintája használható.

5.2.3. A kontroll- és tesztoldatból 1 ml-t adagolunk kémcsövekbe, és 40 ± 1,5 °C-os hőmérséklet-szabályozás céljából víztermosztátba helyezzük.

5.2.4. A fagyasztott sperma felolvasztásához 0,5 ml hígítót mérünk kémcsövekbe (az 5.2.2. pontnak megfelelően), és 40 ± 1,5 °C hőmérsékletre termosztáljuk. Lehűtött anatómiai csipesszel egy spermiumszemcsét eltávolítanak a Dewar-edényből, és gyorsan leengedik egy melegített oldatba. Minden granulátumot külön kémcsőben olvasztunk fel. Közvetlenül a sperma felengedése után a kémcsövek tartalmát egy kémcsőbe öntjük és alaposan összekeverjük. A keveréket 40 ± 1,5 °C-ra termosztáljuk.

5.2.5. Az analitikai rendszerben történő bioteszthez szükséges munkamintákat úgy készítik elő, hogy minden kémcsőbe 0,2 ml sperma szuszpenziót adnak a kontroll- és vizsgálati oldatokkal együtt (az 5.2.4. pont szerint).

5.2.6. Az elemzéshez a munkamintákat a kontroll- és vizsgálati oldatokkal (az 5.2.5. pont szerint) tartalmazó kémcsövekből a küvettaként működő kapillárisokba visszük át, és a kapillárisok végeit felváltva paraffinfürdőbe mártva lezárjuk.

A munkamintákkal ellátott kapillárisokat a kocsira helyezik, és az analitikai rendszer meghajtójába szerelik.

Számítógép segítségével azonosítják a kapillárisokat, és elindítják a kísérleti adatok felhalmozásának folyamatát. A folyamatot addig folytatjuk, amíg a mobilitási index nulla értékét el nem érjük minden kapillárisban, majd az eredményeket matematikailag feldolgozzuk a számítógépes program által megvalósított algoritmusok szerint az alábbiakban ismertetett módszertani rendelkezéseknek megfelelően.

6. Az eredmények feldolgozása, értékelése

6.1. A rendszerben végzett kísérlet eredményeként a biotesztelt oldatok minden egyes mintájára (teszt és kontroll vízminták) rögzítjük a függést:

ahol a mobilitásjelző (1. igénypont szerint),

- idő

7.6.2. Ezen függőségek mindegyikére kiszámítják a mobilitási idő súlyozott átlagát,

Hol van a mobilitási index értéke,

- a mobilitási index értékelésének aktuális száma.

6.3. A minták kontroll- és kísérleti mintáihoz a számtani átlagot és a szórást számítják ki, amelyek viszont minden mintára kiszámítják a variációs együtthatót a következő képlet szerint:

Hol van a szórás,

- számtani átlaga

Ha a variációs együttható legalább az egyik mintánál nagyobb, mint 15%, a kísérletet meg kell ismételni. Ha a variációs koefficiens értéke minden egyes mintánál kisebb vagy egyenlő, mint 15%, akkor a kontrolleredményeket megbízhatónak tekintik.

6.4. A toxicitási index kiszámítása a következő képlet szerint történik:

Hol és hol vannak a súlyozott átlagos mobilitási idő számtani középértékei a kísérleti és a kontroll minták esetében.

6.5. A toxikus hatások hiányának kritériuma a 70 és 130% közötti értéktartományban található értékek meghatározása.

2. FÜGGELÉK: BIOTESTEZÉS PARAMÉCIUM INFUSORIANOK HASZNÁLATÁVAL

1. A módszer elve

A vízminták bioassay analízisének módszere a Paramecium caudatum - cipőcsillósok (a továbbiakban: csillósok) azon képességén alapul, hogy elkerüli a kedvezőtlen és életveszélyes zónákat, és a kémiai koncentráció gradiensek mentén aktívan mozog a kedvező zónák felé (kemotaxis reakció). A technika lehetővé teszi a vízminták akut toxicitásának gyors meghatározását.

2. A vizsgálati tárgy jellemzői, a tenyésztés és a tenyészet elemzésre való előkészítése

2.1. Vizsgálati tárgyként Paramecium caudatum - csillós cipőt használnak. A protozoák (egysejtűek) alkirályságához tartozik - protozoa, típus - Ciliophora. A csillók édesvízben elterjedtek. A cella alakja ellipszoid, méretei 200x40 mikron. A csillós állatok fő tápláléka a baktériumok, élesztőgombák stb. A csillók szaporodása keresztirányú sejtosztódással történik. A termesztési idő a termesztési körülményektől függően több órától több napig is tarthat.

A protozoa más csoportjaihoz képest a csillósok a legösszetettebb szerkezettel rendelkeznek, és számos funkciójuk különbözteti meg őket. Az infuzorium állandó mozgásban van. Sebessége szobahőmérsékleten 2,0-2,5 mm/s. A mozgás pályája összetett: a test hossztengelye mentén forogva halad előre, csillók segítségével, amelyek száma eléri a 10-15 ezret. A külső körülmények (hőmérséklet, a környezet kémiai összetétele, elektromágneses rezgések és egyéb tényezők) változását a sejt érzékeli, és az első válasz a mozgás jellegének megváltozása: a sebesség csökkenése vagy növekedése, a megállások és fordulatok gyakorisága. , különféle taxik, például geo-, magneto-, aero-kemotaxis.

2.2. A csillós tenyészet tenyésztéséhez szükséges alapanyagot a „BIOTESTER-2” készülék kiszállításakor szállítjuk át. A kultúra beszerezhető a különböző tudományos szervezeteknél elérhető protozoon kultúra gyűjteményekből is (például a BiNII Szentpétervári Állami Egyetemen: 198904; Old Peterhof, Oranienbaum autópálya, 2). Kultúráját elszigetelheti a helyi víztestektől, vagy megvásárolhatja az akvaristáktól, de szem előtt kell tartani, hogy egy speciális protozoológus meghatározhatja a fajt, mert. a Paramecium caudatum nemzetségnek más képviselői is vannak.

2.3. Termesztés

2.3.1. Ennél a módszernél különböző módszerekkel növesztett csillóstenyészet használható, amely egyrészt az elemzéshez elegendő mennyiségben, másrészt a 2.3. pontban meghatározott koncentrációkon belül a modelltoxikusra érzékeny vizsgálati tárgyat biztosít.

A kultúra termesztését bármilyen alkalmas edényben, például üveglombikban, főzőpohárban, Petri-csészékben és másokban végezzük. A szilárd táptalajon sterilen nevelt baktériumokat, élesztőt és ezek keverékét takarmányként használják fel. A steril takarmány termesztésének feltételei hiányában levegőn szárított sütőélesztő használható.

A tenyészet termesztésére vonatkozó általános rendelkezések magukban foglalják azt a kötelező előírást, hogy a tenyésztő táptalajt és a táptalajt, amelyet a tenyészet anyagcseretermékektől való lemosására, munkaszuszpenzió előállítására, vízminták hígítására és egyéb eljárásokra kell használni a tenyészettel.

Az alábbiakban példaként mutatjuk be a csillós állatok tenyésztési módját.

2.3.2. Infusoria termesztési módszer

Egy széles szájú, 200 ml-es Erlenmeyer-lombikba 100 ml mennyiségben 1000 ± 200 sejt/ml sűrűségű csillószuszpenziót vezetünk be Lozin-Lozinsky tápközegben. Takarmányként levegőn szárított élesztőt adunk 1 mg/1 ml táptalajhoz. A termesztést 18-26 ° C hőmérsékleten végezzük.

A biológiai vizsgálati analízishez a stacionárius növekedési fázis elején lévő tenyészetet használjuk. A populáció fejlődésének ellenőrzésére naponta mintát vesznek, amelyben a sejtek számát a 2.3.4.1. pont szerint határozzák meg. A sejtnövekedés hiánya a populációban a növekedés stacioner fázisának kezdetét jelzi, a napi monitorozás lehetővé teszi annak meghatározását. Általában a jelen szakasz elején meghatározott körülmények között a növekedés stacionárius fázisa a 2-3. napon következik be, miközben a tenyészet sűrűsége 4000±1000 sejt/ml.

2.3.3. A kultúra karbantartása és tárolása

A biológiai vizsgálati analízis megszakítása esetén elegendő a tenyészetet csak oltóanyagként fenntartani. A karbantartás egyik módja a rizsszem. 2-3 nyers rizsszemet egy Petri-csészébe helyezünk, kb. 30-40 ml táptalajt adunk hozzá, és 50-100 sejt/ml mennyiségben cipőcsillós sejteket. 2 hetente egyszer cserélje ki a táptalajt és a rizsszemeket.

A tartalék tenyészetet kényelmes kémcsövekben tartani. 7-10 naponta egyszer a cső felső részéből származó sejtkoncentrátumot (keverés nélkül) egy másik csőbe öntjük, L-L táptalajt adunk az előző térfogathoz és 0,5 mg élesztőt 1 ml folyadékhoz.

A tenyészet megőrzésének másik módja az, hogy hűtőszekrényben, alacsony pozitív hőmérsékleten tároljuk. Az osztódás mértéke ebben az esetben 10-20 napon belül egy osztás is lehet. A tenyészetet lemossuk az anyagcseretermékekről és a régi takarmányról, a szuszpenzió koncentrációját 200±100 sejt/ml-re állítjuk be, hozzáadunk 0,2 mg/ml-es száraz élesztőt és hűtőszekrénybe helyezzük. Tehát a kultúra legfeljebb egy hónapig megmarad. Hűtőszekrényben tárolt tenyészet használatakor meg kell várni, hogy a hőmérséklete kiegyenlítődik a többi oldat hőmérsékletével, és csak ezután végezze el a szükséges eljárásokat.

Különös figyelmet kell fordítani arra, hogy a csillók nem viselik el a hirtelen hőmérséklet-változásokat (!).

2.3.4. A szuszpendált csillók koncentrációjának meghatározása

A sejtek koncentrációját meg kell határozni a tenyészet tenyésztésének folyamatában, a sejt munkaszuszpenziójának elkészítésekor, valamint a vizsgálati reakció mértékének meghatározásához. A csillóssejtek koncentrációjának meghatározása a Biotester sorozat kalibrált eszközével történik.

2.3.4.1. Általános esetben a csillóssejtek koncentrációját a mikrobiológiai gyakorlatban általánosan elfogadott módszerek szerint mikroszkóp alatti sejtszámlálással határozzák meg: mérőrácsok, számlálókamrák stb. A számított sejtszámot a táptalaj egységnyi térfogatára vonatkoztatva újraszámoljuk, és koncentrációban fejezzük ki (sejt/ml). Az alábbiakban egy példát mutatunk be a csillóssejtek megszámlálásának módszerére. Rázzuk fel a csillószuszpenziót, pipettával vegyünk 0,5 ml-t a szuszpenzióból. Ehhez a térfogathoz adjunk hozzá 9,5 ml 1%-os nátrium-klorid-oldatot. Ily módon a csillók immobilizálása érhető el. A hígított szuszpenzióból anélkül, hogy megvárnánk a csillószok teljes rögzítését (kb. 2-5 perc elteltével), 0,5 ml-t veszünk ki, és ezt a térfogatot 6-10 nagy csepp formájában elosztjuk száraz üvegen (például Petriben). tál). Mikroszkóp (nagyító) segítségével minden cseppben megszámolják a csillós állatokat. A kapott eredményt a kiindulási szuszpenzió 1 ml-ére újra számítjuk.

Például: 0,5 ml immobilizált csillószuszpenziót 6 cseppben elosztunk, amelyben 29, 38, 32, 31, 28, 35 sejtet számoltunk meg - összesen 193. 1 ml hígított szuszpenzió 386 sejtet tartalmaz, ill. 1 ml kiindulási szuszpenziót, így 3860 csillósejt lesz.

2.3.4.2. A csillóssejtek mozgékony sejtek számának meghatározására szolgáló speciális eszköz a "Biotester" sorozat eszköze. A mozgékony sejtek koncentrációjának meghatározása egy előre elkészített kalibrációs görbe alapján történik.

A kalibrációs görbe elkészítéséhez a 2.3.2. pont szerint csillószuszpenziót veszünk L-L tápközegben. A szuszpenzióból egy sor hígítást készítenek, amelyek mindegyike 2-szer kisebb koncentrációban, mint az előző, az egyes hígítások szuszpenziójának térfogata legalább 5 ml. Az utolsó hígítás 5-10 kp/ml-t tartalmazhat. A sejtek kezdeti koncentrációját a sejtek számának mikroszkóp alatti megszámlálásával kell meghatározni (lásd a 2.3.4.1. szakaszt). A hígítási sorozat sejtkoncentrációit megfelelő számítással kell meghatározni. Ugyanakkor a mozgó csillósejtek koncentrációja a kezdeti munkaszuszpenzióban és minden hígításban következetesen meghatározásra kerül, a készüléken leolvasva. Ehhez töltse fel a küvettát ellenőrzött sejtszuszpenzióval a tetejéig (ne rögzítse a csillótesteket!), helyezze be a készülék küvettamoduljába, és vegyen le néhány mérést.

A kezdeti szuszpenzióban lévő sejtek megszámlálására, a hígítások elkészítésére, a kezdeti szuszpenzió és a hígítások műszeren történő mérésére vonatkozó eljárást legalább háromszor megismételjük, és az eredményeket átlagoljuk. A kapott adatok alapján kalibrációs görbét építünk fel a műszer leolvasásának a sejtkoncentráció logaritmusától való függéseként. A megszerkesztett görbe ugyanazzal a mérőeszközzel hosszú ideig használható.

2.4. Csillók előkészítése elemzésre

2.4.1. A 2.3. pont szerint nevelt csillósállatok tenyészetét lemossuk az anyagcseretermékekről és a takarmányról, a koncentrációt a munkaértékhez igazítjuk, a tenyészet elemzésre való alkalmasságát ellenőrizzük a modelltoxikus anyagra való érzékenysége és a bejutási képessége szempontjából. tiszta minta.

2.4.2. mosodai kultúra

Mosáskor a csillószok normál fiziológiai reakciója a folyadék felső rétegeiben gyűlik össze. A keskeny, hosszú nyakú edények használata lehetővé teszi, hogy a csillós állatokat a felső zónában koncentrálják, és egy másik edénybe ürítsék, minimális mennyiségű szennyezett táptalajjal. A koncentrátumot tiszta L-L tápközeggel hígítjuk, a felső zónában lévő sejteket ismét összegyűjtjük és lecsepegtetjük. A csillósok mosása eredményeként a tápfolyadék tiszta tápközeggel való hígítási foka legalább 1:200 legyen.

Példa. A tenyészetet L-L táptalajon növesztettük. Mosószer - L-L. 50 ml tenyészethez adjunk 50 ml L-L táptalajt, óvatosan öntsük egy 100 ml-es mérőlombikba, ügyeljünk arra, hogy a nyakat megtöltsük. 5-15 perc elteltével a csillók összegyűlnek a felső zónában. Engedje le a folyadék tetejét a lombikból. A sejtszuszpenziót úgy állítjuk elő, hogy a tenyésztőfolyadékot kétszer, például 20 ml térfogattal hígítjuk. A mosási eljárást még kétszer megismételjük, 20 ml szuszpenzióhoz 80 ml L-L táptalajt adva, és sejtszuszpenziót kapunk például 10 ml térfogatban a csillószuszpenzió 50-szeres hígításával. A kapott szuszpenzió térfogatát beállítjuk (10 ml), és 250-szeres hígítást kapunk. Határozza meg a sejtek koncentrációját a kapott szuszpenzióban a 2.3.4. pont szerint, és állítsa be 1000±200 sejt/ml értékre. Az előzetes ellenőrzés után kapott csillósejtes munkaszuszpenziót 1,5 órán belül felhasználjuk.

2.4.3. A csillószuszpenzió elemzésre való alkalmasságának ellenőrzése

Az ellenőrzés egyidejűleg két paraméteren történik:

- a csillótestek felszabadulási foka szerint a kontroll tiszta mintába;

- a modell toxikus anyagára való érzékenység miatt.

2.4.3.1. A kontrollmintában lévő csillósállatok hozamának ellenőrzésére a 4.1. pont szerint három küvettát megtöltünk sejtszuszpenzióval, L-L táptalajt vagy nyilvánvalóan nem mérgező vizet (de nem desztillátumot) rétegeznek. 30 perc elteltével meg kell mérni a sejtek koncentrációját a küvetták felső zónáiban a 4.2. pont szerint. Az eredményt 3 küvettára átlagoljuk, és a teszttenyészet bioteszt-analízisre való alkalmasságát az állapotnak megfelelően határozzuk meg: a hozamnak a munkaszuszpenzió koncentrációjának legalább 70%-ának kell lennie.

2.4.3.2. A modelltoxikus anyagokkal szembeni érzékenység vizsgálatához a 3.4. pont szerint elkészített, 0,1 mg/l koncentrációjú réz-szulfát oldatot három küvettába rétegezik. 30 perc elteltével a küvetta felső zónáiban a koncentrációt a 4.2. pont szerint mérjük, és kiszámítjuk a réz-szulfát oldat toxicitási indexét.

Amikor a tenyészetet biológiai vizsgálati elemzéshez használják.

3. Mérőeszközök, segédeszközök, anyagok, megoldások.

3.1. Mérőműszerek:

- binokuláris mikroszkóp körülbelül 10-50-szeres nagyítással;

- a BIOTESTER sorozat eszköze, például BIOTESTER-2 - egy speciális impulzusfotométer a TU 401-51-005-91 * szerint fotometrikus küvettakészlettel;
________________
* Az alábbiakban említett specifikációk nem szerepelnek. További információért lásd a linket. - Adatbázis gyártói megjegyzés.

- Általános célú laboratóriumi mérlegek (GOST 8.520-84).

3.2. Segédeszközök:

- edények kémiailag inert anyagból történő termesztéshez, például vegyszeres főzőpoharak, széles szájú Erlenmeyer-lombikok, Petri-csészék (GOST 25336-82);

- pipetták, mérőlombikok, kémcsövek (GOST 20292-74, 1770-74).

3.3. Anyagok:

- analitikai minőségű sók vagy vegytiszta: nátrium-klorid, kálium-klorid, kalcium-klorid, magnézium-szulfát, nátrium-karbonát-sav, réz-szulfát-pentahidrát;

- polivinil-alkohol PVA - 11/2 márka, prémium (GOST 10779-78);

- légszáraz sütőélesztő - infuzória táplálékaként használják.

3.4. Megoldások:

- csillóssejtek szuszpenziója, amelyet egy vizsgálati tárgy bizonyos körülmények között történő termesztésével nyernek (lásd a 2.3. pontot), amelyet anyagcseretermékekből és takarmányból mosnak ki (lásd 2.4. pont), és 1000±200 sejt/ml munkakoncentrációra (sűrűségre) hozták;

- tenyésztési és hígítási táptalaj: desztillált vízzel készítve (Lozin-Lozinsky táptalaj, a továbbiakban L-L). Lehetőség van csapvíz használatára, amelyet megfelelően kezelni kell (klórmentesíteni és 5-10 napig állni).

Az L-L táptalaj koncentrátumának elkészítéséhez a következő sókat 1 liter vízben feloldjuk (analitikai minőségű vagy vegytiszta minőségű): NaCI - 1,0 g, KCI - 0,1 g, MgSO - 0,1 g, CaCIx2HO - 0,1 g, NaHCO - 0,2 g Ez az oldat hűtőszekrényben legfeljebb 7 napig tárolható. A munkához az eredeti koncentrátum tízszeres hígításával nyert L-L táptalajt használjuk. A hígítóközegnek és a táptalajnak azonosnak kell lennie, és biztosítania kell az infuzoriumok túlélését 5 napig;

- modelltoxikus réz-szulfát alapú. A réz-szulfát anyaoldatát (10 mg/l) desztillált vízben legfeljebb egy hétig tároljuk. A réz-szulfát munkakoncentrációit közvetlenül a meghatározás előtt készítjük el. A legfeljebb 1 mg/l koncentrációjú sóoldatokat desztillált vízben, 0,1 mg/l vagy annál kisebb koncentrációjú sóoldatokat pedig L-L közegben készítik;

- PVA oldat L-L közegben: semleges sűrítőként 5%-os oldatot használnak. PVA-oldat elkészítéséhez 0,5 g PVA-port 9,5 ml L-L táptalajhoz keverünk. A keveréket vízfürdőn melegítjük, amíg a por fel nem oldódik. Használja az oldatot a nap folyamán.

4. Meghatározási módszer

4.1. A folyékony közegek toxicitásának meghatározására szolgáló módszer a vizsgált tárgyak azon képességén alapul, hogy a vízi környezetben olyan anyagok megjelenésére reagálnak, amelyek életveszélyesek, és ezeknek az anyagoknak a koncentráció-gradiense mentén mozognak ( kemotaktikus reakció), elkerülve káros hatásukat.

A kemotaktikus reakció akkor valósul meg, ha stabil és reprodukálható kémiai koncentráció gradiens van. Hasonló gradienst hozunk létre, ha függőleges küvettába (kémcsőbe) rétegezzük a vizsgált vízminta sűrítőjében lévő csillószuszpenziót. Ebben az esetben a mérőküvettában stabil határvonal képződik, amely a bioteszt teljes időtartama alatt megmarad. Ez az interfész nem akadályozza meg a csillók szabad mozgását a kívánt irányba, és egyben megakadályozza az alsó és felső zónából érkező folyadékok összekeveredését.

Miután 30 percen belül két zónát hoztunk létre a küvettában, a csillósok újra zónákra osztódnak. A csillós állatok viselkedési reakciójának fontos jellemzője a sejtek tömeges mozgása a folyadék felső rétegeibe. Ha a vizsgálati minta nem tartalmaz toxikus anyagokat, a küvettában a felső zónában lévő csillóssejtek koncentrációja figyelhető meg. A mérgező anyagok jelenléte a vizsgált mintában a csillószobrok küvettában történő újraeloszlásának eltérő jellegéhez vezet, nevezetesen minél nagyobb a minta toxicitása, annál kisebb arányban mozognak a csillók a felső zónába (vizsgálati minta).

4.2. A toxikus hatás kritériuma a küvetta felső zónájában megfigyelt csillóssejtek számának szignifikáns különbsége egy olyan mintában, amely nem tartalmaz toxikus anyagokat (kontroll), összehasonlítva ezzel a tesztmintában (kísérletben) megfigyelt indikátorral.

4.3. A toxikus hatást jellemző vizsgálati reakcióparaméter kvantitatív értékelése a kontroll- és a vizsgálati mintában megfigyelt csillóssejtek számának arányának kiszámításával történik (a 8.1. pont szerint), és dimenzió nélküli értékként - a toxicitási indexként T).

5. Meghatározási feltételek

5.1. A toxicitás e módszer szerinti meghatározását laboráns végzettséggel rendelkező kezelő végzi.

5.2. A technikára az általános felhasználású vegyi reagensekkel és laboratóriumi berendezésekkel való munkavégzés általános biztonsági szabályai vonatkoznak (az eszköz útlevelében feltüntetve).

5.3. A csillók 10-30 °C hőmérséklet-tartományban működnek, feltéve, hogy tulajdonságaik megfelelnek a 2.3. pont követelményeinek.

6. Felkészülés a definíció végrehajtására

6.1. Mintavétel és tárolás

Az általános mintavételi eljárásokat a következő dokumentumok határozzák meg: ISO 5667/2. Vízminőség. Mintaválasztás. 2. rész; GOST 24481-80. Vizet inni. Mintaválasztás.

6.2. A vízminták biotesztelése legkésőbb a kiválasztás után 6 órával történik. Ha az analízist a megadott időn belül nem lehet elvégezni, a vízmintákat lehűtik (+4 °C). A minták kémiai tartósítószerekkel való tartósítása nem megengedett.

6.3. Az elemzés elvégzéséhez szükséges vízminta térfogata (három példányban) körülbelül 10 ml. Egyszeri meghatározáshoz 2 ml elegendő.

6.4. A biotesztelés során a vizsgálati minta hőmérsékletének meg kell egyeznie a vizsgált tárgy szuszpenziójának hőmérsékletével. A csillók nem tűrik a hirtelen hőmérséklet-változásokat (!).

6.5. Ha a mintában durva zárványok vannak, amelyek mérete arányos egy csillós sejttel, vagy nagy méretű, akkor a mintát szűrni kell.

7. Elemzés

7.1. Küvettatöltés

2,0 ml csillószuszpenziót adunk a küvettához munkakoncentrációban, amelyet előzőleg két paraméterre ellenőriztünk: a modelltoxikus anyagra való érzékenységre (lásd a 2.4.3.2. bekezdést) és a hígítóközegbe való kijuttatásra (lásd a 2.4.3.1. pontot). A szuszpenzióhoz 0,35 ml 5%-os PVA-oldatot adunk, mindent alaposan összekeverünk, a küvetta falait gond nélkül megnedvesítjük, és rétegezzük (például pipettával) 1,8 ml vizsgált vizes mintát, megakadályozva, hogy a keverővel keveredjen. alsó réteg. 30 perc elteltével (a tesztreakció időtartama) a kontroll () és a kísérleti () minták küvetta felső zónájában konzisztensen meghatározzák a csillók koncentrációját. A kontroll és a kísérleti mintákat egyidejűleg készítjük el.

7.2. A csillók koncentrációjának mérése a "BIOTESTER-2" készüléken

A 7.1. pont szerint előkészített küvettákat egymás után helyezik a küvettamodulba, és leolvassák a műszert. A "BIOTESTER-2" készülék három üzemmóddal rendelkezik:

- mérés és az eredmény kijelzése 22 másodpercenként;

- 5 leolvasás eredményének átlagértékének mérése és kijelzése (110 másodpercenként);

- 10 leolvasás eredményének átlagértékének mérése és kijelzése (220 másodpercenként).

Munka a készülékkel:

a) állítsa az átlagolási módot "1"-re (a gomb feletti LED világít, a szomszédos LED-ek nem világítanak);

b) helyezze be a küvettát a küvettanyílásba, zárja le a fedelet, nyomja meg a "START" gombot;

c) a jelzés kialszik, 12 s-ra (autotuning idő) kigyullad a "COUNTER" LED, majd további 22 mp elteltével megjelenik a kijelzőpanelen az első koncentrációérték tetszőleges mértékegységekben. A leolvasás kiadását 2 s-ig tartó fény- és hangjelzés kíséri;

d) 22 s-on belül eltárolódik az előző leolvasás értéke, ez az idő elegendő az eredmény regisztrálásához.

Ha a mérgező anyagok koncentrációja olyan magas, hogy a csillósok gyakorlatilag nem jutnak be a mintába (a műszer leolvasása hagyományos mértékegységben 000-008 tartományban van), akkor az "ALARM" LED villogni kezd. Ez azt jelenti, hogy a vizsgálati mintát addig kell hígítani, amíg a műszeren értelmes értékeket nem kapunk. (Ne felejtse el módosítani a toxicitási becslést az eredeti minta hígításának megfelelően).

Más mérési módok használatakor a műveletek sorrendje megegyezik a fent leírtakkal. Általában 5 leolvasáson át átlagoló üzemmódban működnek. A kontroll és a vizsgálati minták három példányban készülnek. A replikációs értékeket átlagolják, és kiszámítják a 8.1. pont szerinti toxicitási indexet.

8.Az eredmények feldolgozása, bemutatása

8.1 A vizes minta toxicitásának értékelése a küvetták felső zónáiban lévő sejtszám relatív különbsége alapján történik a kontroll és az elemzett mintákkal.

A toxicitási index meghatározása a következő:

ahol , - átlagos műszerleolvasások a kontroll és az elemzett mintákra, ill.

A toxicitási index () egy dimenzió nélküli érték, és az elemzett minta toxicitási fokától függően 0 és 1 közötti értékeket vehet fel.

A toxicitási index értéke szerint a vizsgált vízmintákat szennyezettségük mértéke szerint 4 csoportba soroljuk:

I. Megengedett szennyezettségi fok ();

II. Mérsékelt fokú szennyezettség ();

III. Magas fokú szennyezettség (valamint az elemzett minta 2, 4, 6-szoros hígításával kapott jelentős értékek);

IV. Rendkívül magas fokú szennyezettség (a vizsgált minta 8-szoros és több hígításánál jelentős értékeket kaptunk).

8.2. Példa a mérési eredmények rögzítésére


Mintaszám	Saját tulajdonú gépjármű- tor- orr- ti	Műszerleolvasások I c.u.		Átl. 5 változás rénium, c.u.	Átl. 3 ismétlés tornos- tyam 4 c.u.	Toxicitási index, c.u.
Ellenőrző környezet L-L


1. minta			[e-mail védett] Ha a fizetési eljárás a fizetési rendszer honlapján nem fejeződött be, készpénz Az összeg NEM kerül levonásra a számlájáról, és nem kapunk visszaigazolást a fizetésről. Ebben az esetben a jobb oldali gombbal megismételheti a dokumentum vásárlását. Hiba történt A fizetés technikai hiba miatt nem fejeződött be, pénz az Ön számlájáról nem írták le. Próbáljon várni néhány percet, és ismételje meg a fizetést.

Bevezetés

Sok ismert emberi betegségnek van egyezése a gyümölcslégy genetikai kódjában. A Drosophila kutatás segít megérteni azokat az alapvető biológiai folyamatokat, amelyek közvetlenül kapcsolódnak az emberhez és egészségükhöz. Használják őket egyes emberi betegségek, például a Parkinson-kór, a Huntington-kór és az Alzheimer-kór modellezésére, valamint a rák, a cukorbetegség, az immunitás, a kábítószer-függőség és sok más hátterében álló mechanizmusok tanulmányozására.

A Drosophila melanogaster-t széles körben használják a környezet minőségének felmérésére is. Ez egy genetikai modell is olyan rovarok vizsgálatában, amelyek veszélyes emberi fertőző betegségeket hordozhatnak (például Culex pipiens - nyugat-nílusi vírus, Anopheles gambiae - malária, Aedes aegu - dengue-láz). A Drosophilán végzett vizsgálatok eredményei a mezőgazdaság számára fontos rovarokban, például méhekben és selyemhernyókban, valamint a rovarkártevőkben, például a sáskákban, valamint számos bogár- és levéltetvekben található genetikai folyamatokhoz is szolgálnak.

Az értekezés témájának relevanciája, hogy a Drosophila melanogaster széles körben elterjedt és nagy jelentőséggel bír az emberi életben. De termesztése és kutatási felhasználása során számos olyan problémával találkozhatunk, amelyeket tanulmányozni kell a vele való munka megkönnyítése érdekében. Emellett kevés irodalom áll rendelkezésre a termesztési módokról.

A vizsgálat tárgya a Drosophila melanogaster termesztési módja és felhasználása a biotesztekben.

A vizsgálat tárgya a technika hatékonysága.

A munka célja módszerek kidolgozása a Drosophila melanogaster biotesztelési célú felhasználásának optimalizálására.

E cél elérése érdekében a következő feladatokat tűzték ki:

1. Emelje ki a Drosophila melanogaster biológiai vizsgálatával kapcsolatos problémákat.

2. Megközelítések keresése a problémamegoldás megvalósítására.

3. Kísérletileg állapítsa meg a Drosophila melanogaster tesztobjektumként való alkalmazásának hatékonyságát javító saját és szakirodalomból ismert módszerek hatékonyságát.

A biotesztelés mint ökológiai kutatási módszer

A biotesztelés lényege és módszereivel szemben támasztott követelmények

molekuláris genetikai drosophila biotesztelés

A biotesztelés egy olyan eljárás a környezet toxicitásának megállapítására, amelyben speciális vizsgálati objektumok tájékoztatnak a veszélyről, de nem függ attól, hogy mely anyagok és milyen kombinációban okoznak változásokat az életfunkciókban [Ljasenko, 2012].

A bioteszt célja a vizsgálati környezet természetének és toxicitási fokának meghatározása.

Maga a biotesztelés a biológiailag fontos mutatók, az úgynevezett tesztfüggvények, a vizsgált tesztobjektumok regisztrálásán alapul. Ezen mutatók regisztrálása után állapotukat a kiválasztott toxicitási kritériumnak megfelelően értékelik. A tesztfunkciók viszont biológiai és fiziológiaiak. A biológiai funkciók közé tartozik a túlélés, a termékenység, a szaporodás és az utódok minősége, míg a fiziológiai funkciók közé tartozik a légzés, a vérkép, a táplálkozási aktivitás és az anyagcsere [Ljasenko, 2012].

A vizsgálati objektumokat (vagy más módon tesztszervezeteket) olyan biológiai tárgyaknak nevezzük, amelyeket a vegyi anyagok toxicitásának értékelésére használnak. A megnyilvánuló toxikus hatást rögzítjük és értékeljük a kísérletben.

A biotesztelés, ellentétben az analitikai módszerekkel, magában foglalja a biológiai környezetben zajló antropogén és természetes folyamatok nyomon követését, amely magában foglalja a környezeti tényezők és az élőlények kölcsönhatásának összességét, beleértve a biológiai környezet antropogén és természetes hatásokra adott válaszának felderítését [Ivanykina, 2010 ]. Az ilyen válaszok stressztényezőkre adott reakcióként szolgálhatnak. A módszereknek számos előnye van. Például informatívabbak egy ökoszisztéma antropogén hatásokra adott közvetlen válaszának meghatározásához. Ezen megközelítések segítségével a környezeti monitorozás során lehetőség nyílik a környezeti objektumok regenerációs folyamatainak objektív, valamint mennyiségi értékelésére. Ezen módszereknek köszönhetően lehetőség nyílik a környezetvédelmi intézkedések hatékonyságának értékelésére is [Balakirev, 2013]. A módszer másik előnye továbbá az általános toxicitás meghatározása, amelyet olyan ökotoxikus anyagok jelenléte hoz létre, amelyeket a meglévő szabványok nem szabványosítottak, de képesek különféle genotoxikus, toxikus, citotoxikus vagy mutagén hatásokat okozni [Zhuravleva , 2006].

Emellett a kémiai-analitikai és hidrokémiai módszerek nem eléggé nagy érzékenységük miatt hatástalanok lehetnek. A biótát olyan toxikus hatások érhetik, amelyeket nem rögzítenek technikai kommunikációs eszközök, mivel egyetlen analitikai érzékelő sem képes az élő tárgyakhoz képest ilyen alacsony koncentrációjú anyagok érzékelésére [Melekhova, 2007].

A biotesztelés a biológiai modellezés módszerén alapul. Bizonyos mértékig minden modell a valóság tükrözésének sajátos formája. A biotesztelés során a tudás egy primitív (laboratóriumban modellezett) rendszerből egy bonyolultabb rendszerbe (valós körülmények között élő ökoszisztéma) kerül át [Mayachkina, 2009]. Egyes adatok szerint a bioteszt a kémiai elemzés kötelező kiegészítése, és a vízi környezet toxicitásának értékelésének szerves részét képezi [Tumanov, Postnov, 1983]. A különféle célú vízminőség-ellenőrzés szabványai közé tartoznak a biotesztelési módszerek is (Aleksandrova, 2013).

A különböző élőlények természetes vagy antropogén tényezők hatása alatti állapotának felmérése érdekében biológiai objektumokon végeznek vizsgálatokat, amelyek különböző megközelítések komplexuma. A szervezet normális működését biztosító élettani folyamatok hatékonysága (például légzés, anyagcsere, táplálkozási tevékenység stb.) állapotuk fő mutatója. A szervezet a környezeti hatásokra a puffer homeosztatikus mechanizmusok komplex élettani rendszerén keresztül reagál, de csak optimális körülmények között tartja fenn a fejlődési folyamatok optimális lefolyását. Kedvezőtlen körülmények hatására a homeosztázis megzavarható, ami stresszállapothoz vezet. Ezek a jogsértések az életképességi paraméterek által használt változtatások előtt fordulhatnak elő. A biotesztelési módszerek tehát a homeosztázis mechanizmusainak és hatékonyságának vizsgálatán alapulnak, és lehetővé teszik egy stresszfaktor hatásának korábbi észlelését, mint más általánosan használt módszerek [Melekhova, 2007].

Küldje el a jó munkát a tudásbázis egyszerű. Használja az alábbi űrlapot

Diákok, végzős hallgatók, fiatal tudósok, akik a tudásbázist tanulmányaikban és munkájukban használják, nagyon hálásak lesznek Önnek.

közzétett http://www.allbest.ru/

Természetes és szennyvíz biotesztelési módszerei

1. A biológiai vizsgálati módszerek alapelvei és a víz toxicitási kritériumai

Biotesztelés (biológiai tesztelés) - a környezeti objektumok (víz stb.) minőségének felmérése a vizsgálati objektumnak számító élő szervezetek válaszai alapján.

A biotesztelési módszerekre vonatkozó követelmények:

A vizsgált szervezetek érzékenysége a szennyező anyagok kellően alacsony koncentrációjára.

A vizsgált szervezetek reakcióinak inverziójának hiánya a szennyező anyagok különböző koncentrációira a természetes vizekben meghatározott értékek határain belül;

Megbízható eredmények megszerzésének lehetősége, a módszerek metrológiai biztosítása;

Vizsgálati organizmusok rendelkezésre állása gyűjtéshez, könnyű tenyésztés és laboratóriumi karbantartás;

A bioteszt eljárásának és technikáinak egyszerű végrehajtása;

A biotesztelési munka alacsony költsége.

A biotesztelés két fő munkaterülete fejlesztés alatt áll:

Hidrobiontokat használó módszerek kiválasztása, amelyek lefedik a vízi ökoszisztéma főbb hierarchikus struktúráit és a trofikus lánc láncszemeit;

A legérzékenyebb tesztszervezetek felkutatása, amelyek lehetővé teszik az alacsony toxicitási szint rögzítését, miközben biztosítják az információk megbízhatóságát.

Protozoa. Daphnia. DDT, (HCCH) hexaklór-ciklohexán, HEAVY fémek (réz-cink-kadmium-króm), biogén elemek. Daphnia magna.

Rotiferek

Hal. Guppik (Poecilia reticulata) - fémek, peszticidek; zebrahal (Brachidanio rerio).

Természetes vizek halai. Erősen érzékeny: - lazac (pisztráng), tüske, csótány, csótány, szenes, csuka, csúcs; közepesen érzékeny: sügér, vörös keszeg, keszeg, cserfe, ponty, sivár.

Víz toxicitása

A toxicitás jelenlétét a negatív hatások vizsgálati objektumokban való megnyilvánulásai alapján ítélik meg, amelyeket a toxicitás mutatóinak tekintenek.

A toxicitás indikátorai között vannak: általános biológiai, fiziológiai, biokémiai, kémiai, biofizikai stb.

A toxicitás indikátora egy tesztreakció, amelynek változásait egy toxikológiai kísérlet során rögzítik.

A természetes vízminták biotesztelésénél általában két kérdést tesznek fel: - a természetes víz mintája mérgező-e; - milyen mértékű a toxicitás, ha van ilyen?

Akut toxikus hatás - olyan hatás, amely a vizsgálati tárgy gyors reakcióját okozza. Leggyakrabban a tesztreakció „túlélésével” mérik viszonylag rövid időn keresztül.

ahol E a hatás hatása (eredménye);

C a hatóanyag koncentrációja;

T - expozíciós idő (expozíció).

E - az expozíció bármely eredményét jelöli (a teszttárgyak halálát), és a C és T értékek a megfelelő mértékegységekben fejezhetők ki.

Kémiai toxicitási paraméterek:

Halálos koncentráció (LC50) - egy mérgező anyag koncentrációja, amely a vizsgált szervezetek 50%-ának elpusztulását okozza egy bizonyos idő alatt (minél alacsonyabb az LC50, annál nagyobb egy vegyi anyag vagy víz toxicitása)

Maximális holt koncentráció - a vegyi anyag (vizsgálati víz) legmagasabb mért koncentrációja, amely nem okoz megfigyelhető kémiai hatást (minél alacsonyabb az MNC, annál nagyobb a vegyszer vagy a szennyvíz toxicitása).

Nem minden élőlény reagál egyformán ugyanarra az expozícióra. A reakció a levegőre való érzékenységtől függ.

Az S.A. által kifejlesztett érzékenységi sorozat szerint Patin (1988) szerint a tesztobjektumok a következőképpen rendezhetők el:

Hal-zooplankton-zoobentosz-fitoplankton-baktériumok-protozoa-makrofiták.

Vannak más érzékenységi sorozatok is.

Például cellulóz- és papíripari vállalkozások vizeinek biotesztjénél: algák-baktériumok-halak (az érzékenység csökkentésére).

A biotesztet befolyásoló tényezők:

A vizsgált organizmusokat befolyásoló tényezők (expozíció; tenyésztési körülmények; természetben - növények és állatok életkörülményei; életkori jellemzők, évszak, a tesztszervezetek táplálékkal való ellátása, hőmérséklet (pesszimum és optimum), megvilágítás);

A vizsgált természetes víz fizikai és kémiai tulajdonságait meghatározó tényezők, amelyektől a vizsgált szervezetekre gyakorolt toxicitása függ (a minta frissessége, lebegő részecskék jelenléte benne).

2. Különféle élőlénycsoportokon végzett biotesztelési módszerek a természetes és szennyvíz minőségének felmérésére

Tekintsük a víz akut toxikus hatásának meghatározására szolgáló fő módszereket a rákféléken, algákon és csillós állatokon végzett rövid távú bioteszt során; módszer a víz algákra gyakorolt krónikus toxikus hatásának meghatározására.

A biotesztelés eredményeinek feldolgozásának és értékelésének módszerei a kísérleti adatok statisztikai feldolgozásának szabványos, a hazai és nemzetközi gyakorlatban elterjedt módszerein alapulnak.

A biotesztelési kísérletek elvégzése előtt meg kell növeszteni a tesztszervezetek tenyészetét.

Biotesztelés rákféléken

A technika célja a víztestekbe engedett természetes és szennyvíz akut toxicitásának meghatározása.

1. A rákfélék Daphnia magna Straus és Ceriodaphnia affinis Lilljeborg termesztésének elvei

A Daphnia magna érése a fiatal egyedek alom előtt optimális hőmérsékleten és megfelelő táplálkozás mellett 5-10 napot vesz igénybe. A várható élettartam 110-150 nap, 25 ° C feletti hőmérsékleten 25 napra csökkenthető.

Optimális körülmények között a partenogenetikus generációk 3-4 naponta követik egymást. Fiatal daphniában a peték száma egy kuplungban 10-15, majd 30-40-re vagy többre nő, 3-8-ra és 0-ra 2-3 nappal az elhullás előtt.

A Daphnia tenyészetet termosztatikusan szabályozott luminosztátban tenyésztjük 18-22 °C-on (megvilágítás 400-600 lux, nappali óra 12-14 óra). Kívánatos vízbiotesztelési kísérleteket végezni ugyanabban a luminosztátban.

A bioteszthez szükséges kiindulási anyag beszerzéséhez 30-40 nőstényt ültetnek át 0,5-2 literes edényekbe 1 nappal a bioteszt előtt, ikrákkal vagy embriókkal teli fiaskamrával. A fiatal egyedek megjelenése után különböző pórusátmérőjű nylon sziták segítségével választják el őket az imágóktól.

A ceriodaphnia termesztésének elvei hasonlóak a daphnia esetében leírtakhoz. Nem szabad megfeledkezni arról, hogy a ceriodaphniák igényesebbek a víz oxigéntartalmára (legalább 5 mg/l), az optimális tenyésztési hőmérséklet 23-27°C. A rákfélék érési ideje a születéstől a fiatal egyedek ívásáig rövidebb, mint a Daphniáé - 4-5 nap.

A bioteszt során fontos figyelembe venni a következő szempontokat:

A fiatal rákfélék 4-5-ször érzékenyebbek a mérgező anyagok hatására, mint a felnőttek.

A rákfélék akut kísérlet során történő etetése körülbelül 4-szeresére csökkenti a toxicitást.

Lágy vízben megnő az anyagok toxicitása. A magnéziumionok általában csökkentik a sók toxicitását, a kalciumionok - csökkentik a toxicitást.

A komplexképző anyagok (huminsavak, aminosavak stb.) jelenléte növeli a toxikus anyagok felhalmozódását, de csökkenti azok toxicitását.

A víz oxigénhiánya felgyorsítja a mérgező anyagok felhalmozódását a vízi környezetben.

A napfény elsősorban a szabad gyökök mennyiségének növelésével növeli a toxicitást.

A Daphnia Magna Straus kálium-dikromáttal szembeni ellenállásának meghatározása

Mindenekelőtt fel kell mérni, hogy a daphnia laboratóriumi kultúrája alkalmas-e a vizek későbbi biotesztjére. A referencia mérgező anyag a kálium-bikromát.

100-250 ml űrtartalmú pohár (21 db).

A 2. pontossági osztályú 1, 10, 25 ml-re mért pipetták (egyenként 1 db). 3 literes lombik hígító (kontroll) vízhez (RV). Mérőlombik 100 ml-es (1 db), 250 ml-es (1 db), 500 ml-es (2 db), 1000 ml-es (1 db).

210 rákféle 4-24 órás korig. Az egyének életkora közötti különbség nem haladhatja meg a 4 órát.

Készítsünk 100 ml 0,1%-os K 2 Cr 2 O 7 oldatot (1000 mg/l).

Ehhez oldjunk fel 0,1 g szárított K 2 Cr 2 O 7-et 100 ml desztillált vízben.

Rendezzünk el 21 poharat feliratokkal a következő séma szerint:

K1 0,25 mg/l 0,5 mg/l 0,75 mg/l 1 mg/l 2 mg/l 3 mg/l

K2 0,25 mg/l 0,5 mg/l 0,75 mg/l 1 mg/l 2 mg/l 3 mg/l

SC 0,25 mg/l 0,5 mg/l 0,75 mg/l 1 mg/l 2 mg/l 3 mg/l

Leszálló rákfélék

Minden oldatos pohárba ültessen 10 rákfélét szigorúan 4-24 órás korban. A leszállás eltávolítható műanyag hegyekkel ellátott mikropipetták segítségével történik. A hegyek végeit először egy-két napos daphnia méretűre kell levágni.

Kísérlet

A túlélő rákféléket 24 óra elteltével vizuálisan megszámolják. A kísérlet során a rákféléket nem etetik. A rákfélék mortalitása a kontrollban nem haladhatja meg a 10%-ot. Az eredményeket a kísérlet jegyzőkönyvében rögzítjük.

3. Hulladék (természetes) víz toxicitásának meghatározása Daphnia magnán

anyagokat

150-250 ml űrtartalmú poharak (8-16 db).

3 literes lombik víz hígításához (kontroll).

Mérőlombik 100 ml-hez (1 db), 1 literes (1 db).

Mérőhenger vagy mérőpohár 150-200 ml-hez.

40-80 rákféle 4-24 órás korban. Az egyének életkora közötti különbség nem haladhatja meg a 4 órát.

Tapasztalat előkészítés

Rendezzünk el 16 poharat feliratokkal a következő séma szerint:

K1 Szt. víz b/r N 1 Szt. víz 1:10 N 5 Szt. víz 1:100 N 9

K2 Szt. víz b/r N 2 Szt. víz 1:10 N 6 Szt. víz 1:100 N 10

KZ Szt. víz b/r N 3 Szt. víz 1:10 N 7 Szt. víz 1:100 N 11

K4 Szt. víz b/r N 4 Szt. víz 1:10 N 8 Szt. víz 1:100 N 12

Öntsön kontroll (hígítóvíz) és tesztvizet (szt. víz) főzőpoharakba, főzőpoháronként 150 ml-t:

K1-K4 - 600 ml hígítóvíz (RV),

St. víz hígítás nélkül (hígítás nélkül) - 600 ml (4 x 150 ml).

Szt. víz 1:10 - 100 ml St. víz b / r + 900 ml RW = 1 l St. víz 1:10.

Szent víz 1:100 - 100 ml Szent víz 1:10 + 900 ml RW = 1 l Szent víz 1:100

Rendezd el a poharakat oldatokkal a luminosztátban.

A minták pH-értékét NaOH- vagy HCl-oldatokkal 6,5-8,5-re kell beállítani, ha azok nem felelnek meg a fenti szabványoknak.

A vizsgált minták oxigénnel való telítettségének is a meghatározott határokon belül kell lennie.

Leszálló rákfélék

Minden pohárba szigorúan 4-24 órás korban ültessünk 5 rákfélét.

Kísérlet

Az elpusztult rákféléket vizuálisan megszámolják 1, 6, 24, 48, 72, 96 óra elteltével (az akut toxicitás meghatározásának vége). A rákfélék mortalitása a kontrollban nem haladhatja meg a 10%-ot.

Az eredményeket a kísérlet jegyzőkönyvében rögzítjük.

A biotesztet leállítják, ha a kísérletben részt vevő egyedek legalább 50%-a bármely időn belül elpusztul.

Ha A >= 50%, akkor a vizsgált víz (kísérlet) akut mérgező.

Ha egy< 50%, то тестируемая вода не оказывает острого токсического действия.

Az akut toxicitás pontosabb meghatározásához egy grafikont ábrázolunk, ahol az időt órákban ábrázoljuk az abszcissza mentén (X-tengely), a mortalitást pedig a kontroll (A) százalékában az ordináta mentén (Y-tengely). A grafikonon az LT50 található - az az idő, amely alatt a daphniák 50%-a elpusztul.

Hulladék (természetes) víz toxicitásának meghatározása Ceriodaphnia affinis esetében

anyagokat

20 ml űrtartalmú kémcsövek (20-40 db).

1 l űrtartalmú lombik víz hígításához (kontroll).

40-80 rákféle 0,1-8 órás korban. A rákfélék életkora közötti különbség nem haladhatja meg a 4 órát.

Tapasztalat előkészítés

A 10 darabból álló kémcsöveket a következő séma szerint helyezze el egymás után:

K1 Szt. víz b/r N 1 Szt. víz 1:10 N 1 Szt. víz 1:100 N 1

K2 Szt. víz b/r N 2 Szt. víz 1:10 N 2 Szt. víz 1:100 N 2

K3 Szt. víz b/r N 3 Szt. víz 1:10 N 3 Szt. víz 1:100 N 3

K4 Szt. víz b/r N 4 Szt. víz 1:10 N 4 Szt. víz 1:100 N 4

K5 Szt. víz b/r N 5 Szt. víz 1:10 N 5 Szt. víz 1:100 N 5

K6 Szt. víz b/r N 6 Szt. víz 1:10 N 6 Szt. víz 1:100 N 6

K7 Szt. víz b/r N 7 Szt. víz 1:10 N 7 Szt. víz 1:100 N 7

K8 Szt. víz b/r N 8 Szt. víz 1:10 N 8 Szt. víz 1:100 N 8

K9 Szt. víz b/r N 9 Szt. víz 1:10 N 9 Szt. víz 1:100 N 9

K10 Szt. víz b/r N 10 Szt. víz 1:10 N 10 Szt. víz 1:100 N 10

Öntsön a kémcsövekbe kontroll (hígítóvíz) és szennyvíz (St. víz) 15 ml-t:

K1-K10 - 150 ml hígítóvíz (W).

Szennyvíz hígítás nélkül (hígítás nélkül) - 150 ml (10 * 15 ml).

Szennyvíz 1:10 - 25 ml St. víz b / r + 225 ml RW = 250 ml St. víz 1:10.

Szennyvíz 1:100 - 25 ml St. víz 1:10 + 225 ml RW = 250 ml St. víz 1:100.

Helyezze el az oldatokat tartalmazó kémcsöveket a luminosztátban.

Végezzen hőmérsékletméréseket a luminosztátban (norm. 23-27 °C), az oldatok pH-ját (norma 6,5-8,5), az oldott oxigén koncentrációját (norma a kísérlet megkezdése előtt 6 mg/l, a kísérlet végén - kb. legalább 4 mg/l).

A minták pH-értékét NaOH- vagy HCl-oldatokkal 6,5-8,5-re kell beállítani, ha azok nem felelnek meg a fenti szabványoknak. A vizsgált minták oxigénnel való telítettségének is a meghatározott határokon belül kell lennie.

A világítási mód a luminosztátban 12 óra 400-600 lux intenzitással.

Leszálló rákfélék

Minden kémcsőbe ültessünk 1 rákfélét 0,1-8 órás korban. A rákfélék életkora közötti különbség nem haladhatja meg a 4 órát.

Kísérlet

Az elpusztult rákféléket 1, 6, 24, 48 óra elteltével (az akut toxicitás meghatározásának vége) vizuálisan megszámoljuk. A kísérlet során a rákféléket nem etetik. Az eredményeket a kísérlet jegyzőkönyvében rögzítjük.

Az eredmények feldolgozása hasonló az előzőekhez.

4. Bioassay algák felhasználásával

Scenedesmus quadricauda

A technikát a természetes és szennyvizek toxicitásának meghatározására tervezték.

A mikroalgák termesztésének általános elvei

Az egysejtű zöldalgák hatékony laboratóriumi termesztését elsősorban az ásványi elemek jelenléte a tápközegben, a kellően intenzív megvilágítás (2000-3000 lux) és egy bizonyos hőmérséklet (18-20 °C) határozza meg.

A toxikológiai célú zöldalgák termesztésének legjobb környezete az Uspensky N 1 táptalaj, amely alacsonyabb összsókoncentrációt tartalmaz.

Az Uspensky N 1 táptalajjal végzett minden manipulációt a Scenedesmus algákkal végzett munka során a sterilitási feltételek szigorú betartása mellett végezzük.

Ennek az algának a chlorellával történő együttes termesztése egy luminosztátban elfogadhatatlan (a chlorella gyorsan eltömődik és elnyomja a sceneesmus tenyészetet).

A víz toxicitásának azonosítására irányuló kísérletek időtartama a feladatoktól függően 4, 7, 14 vagy több nap is lehet. A toxikus anyag algasejtekben történő maximális felhalmozódását általában 3-4 nap végére észlelik, ezért az akut toxicitás meghatározása leggyakrabban 4 napra korlátozódik.

Ha az akut toxicitási bioteszt eredményeként az algák növekedésének jelentős stimulálása derült ki, akkor a minta toxicitásának végső megítéléséhez krónikus kísérletet kell felállítani (legfeljebb 14 nap).

Az alganövekedés jelentős serkentése eutróf szennyezés jelenlétét jelzi, az algák növekedésének jelentős gátlása pedig toxikus szennyezés jelenlétét.

Kultúra előkészítése

A kísérletben 5-10 napos tenyészetet használjon, amely exponenciális növekedési fázisban van.

Vetés előtt a tenyészetet háromféleképpen sűrítjük: - 2-3 napos ülepítés, centrifugálás, szűrés 4-es számú membránszűrőn vagy kék szalagos szűrőpapíron. A kapott sejtszuszpenziót (koncentrátumot) a következő oltáshoz használjuk fel.

Nagyméretű, 1,5 l-es kísérleti lombikban, bioteszt esetén lombikban (egyenként 100 ml-es) vagy 150 ml-es lombikban, bioteszthez penicillin fiolákban (egyenként 10 ml) állítják elő. Általában körülbelül 30 µl szuszpenzió szükséges 30 ml vízhez.

A vetés utáni kísérleti lombikokban 1 ml-enként körülbelül 200-300 ezer algasejtnek kell lennie (legfeljebb 500 ezer / ml) - fehér alapon alig észrevehető zöldes szín.

Egy nagy lombikból öntse a tenyészetet lombikokba (3 ismétlés 100 ml-es) vagy penicillin fiolákba (3 ismétlés 10 ml-es).

5. A tenyészet kálium-dikromáttal szembeni rezisztenciájának meghatározására irányuló kísérlet eredményeinek értékelése

A számlálás mikroszkóppal (például "Biolam" típusú) 80-100-szoros nagyítással történik.

A sejtek számának megszámlálásához Goryaev vagy Fuchs-Rosenthal számlálókamrát használnak. A kamrát és a hozzá tartozó fedőlemezt zsírtalanítjuk, a kamrát fedőlemezzel lefedjük és addig dörzsöljük, amíg szivárványos interferenciagyűrűk keletkeznek. Mindegyik lombikból pipettázzon egy cseppet az alaposan összekevert szuszpenzióból a fedőlemez felső és alsó szélére. A kamrát úgy töltik fel, hogy ne képződjenek légbuborékok, a felesleges szuszpenzió a hornyok mentén elmozdul. 16 négyzetet szkennelünk átlósan, vagy kis számú alga esetén a kamra teljes mezőjét (egy kamratöltéssel legalább 50 sejtet számolunk).

Minden lombikból legalább három mintát kell megvizsgálni.

A kémiai vegyület vagy a vizsgálati víz toxikus hatásának értékelése a kontroll és a kísérlet algasejtszámának mutatói közötti különbségek megbízhatósága alapján történik.

Ez kiszámítja:

a) a cellák számának számtani átlagértékei - Xi és X (két, illetve hat számlálásból).

b) a sejtek száma a kontroll százalékában. Összeg (X - Xi)

c) szórás (b):

ahol n az ismétlések száma; ebben az esetben (lásd a 3.1. táblázatot) n = 3;

c) a számtani közép hibája (X): S = b / n gyöke;

d) Td - két összehasonlított érték közötti különbség megbízhatóságának kritériuma:

ahol Xk és Xo átlagértékei vannak összehasonlítva (kontrollban és kísérletben),

Sk - So - a kontroll és a kísérlet átlagos hibáinak négyzete.

A Td-t minden napra kiszámítjuk, és összehasonlítjuk a Tst táblázatos értékével – a Student-kritérium standard értékével.

A P = 0,05 szignifikancia szintet és a szabadságfokot (n1 + n2 - 2) vesszük, i.e. (3 + 3 - 2) = 4.

Tst 4 szabadsági fokon 2,78.

Ha Td nagyobb vagy egyenlő, mint Tst, akkor a kontroll és a kísérlet közötti különbség szignifikáns - a tesztvíz szennyezett (toxikus vagy eutróf szennyezés)

Ha Td kisebb, mint Tst, akkor a kontroll és a kísérlet közötti különbség nem szignifikáns - a tesztvíz nem szennyezett.

A Td kiszámításához használhatja az MK-51 és MK-71 típusú számológépeket, valamint számítógépes táblázatokat (például a CSIAC Sigma programját), ami jelentősen felgyorsítja a munkát.

A bioteszt eredményeinek grafikus ábrázolásához az időt napokban az abszcissza tengely mentén ábrázoljuk, és vagy az algasejtek számát 1 ml-ben, vagy az algasejtek számát a kontroll százalékában az ordináta tengely mentén. .

6. A Scenedesmus quadricauda kálium-bikromáttal szembeni ellenállásának meghatározása

Adjunk egymás után 30 ml desztillált vízhez (kontroll) 30 µl KNO 3 , 30 µl MgSO 4 , 30 µl Ca(NO 3) 2 , 30 µl KH 2 RO 4, 30 µl K 2 CO 3 .

Krónikus élmény (vezikulákban)

A biotesztelés 7. napján a kontroll- és a tesztvizet steril körülmények között cseréljük. Ezzel egyidejűleg 7,5 ml kontroll- és tesztvizet öntünk egy új adag fiolába. Ezután 0,01 ml (10 μl) só törzsoldatból 0,01 ml-t (10 μl) és 2,5 ml régi tenyészetet adunk a fiolákból, amelyekben az akut kísérletben biotesztet végeztünk. A sejtek számát a 7., 10. és 14. napon számoljuk.

A gyakorlatban célszerű egy táblázatot használni a biotesztelés eredményeinek 5 fokú skálán történő értékeléséhez (3.3. táblázat).

Nem szabad megfeledkezni arról, hogy az algák biomasszájának növekedése összefüggésbe hozható a vizsgált vízben eutróf szennyező anyagok jelenlétével, ebben az esetben több vizsgálati objektumon végzett vizsgálat után lehet megítélni a toxikus hatás meglétét.

7. Bioteszt csillós állatokon

A módszer a víz akut toxicitásának a Paramecium caudatum csillótestek túlélése alapján történő meghatározásának egyik lehetőségén alapul.

Használt:

A biológiai tisztító létesítményekbe kerülő szennyvíz toxicitásának meghatározása, amely lehetővé teszi a szennyvíz előkészítésének és tisztításának módjának technológiai beállítását;

A helyi szennyvízáramok toxicitásának meghatározásához, amely lehetővé teszi kölcsönhatásuk megismerését, határozza meg az egyes patakok hozzájárulását az egyéni vállalkozás szennyvízének toxicitásához, a biológiai tisztító létesítményekbe kerülő szennyvíz teljes toxicitásához;

Az egyes anyagok és keverékeik vizes oldatainak toxicitásának meghatározása.

A technika elve

A szennyvíz akut halálos toxicitásának a csillós állatok túlélése alapján történő meghatározására szolgáló módszer a vizsgált vízzel való érintkezést követően elhullott vagy immobilizált egyedek számának meghatározásán alapul. Az akut letális toxicitás kritériuma az egyedek 50%-ának vagy több részének elpusztulása vagy immobilizálása a vizsgálati vízben a kezdeti számukhoz képest.

tesztszervezet

Vizsgálati tárgyként a Paramecium caudatum Ehrenberg laboratóriumi monokultúráját használják.

Paramecium caudatum - 180-300 mikron méretű egysejtű szervezetek. A test szivar vagy orsó alakú, sűrű héjjal (pellikulával) borítva.

A Paramecium caudatum az édesvízben gyakori, magas szervesanyag-tartalmú faj. A szennyvízben gyakran ez a fő faj, a poli-alfa-mezosazonda. Az eleveniszapos mikrofauna zömét a protozoonok alkotják, beleértve a csillós csillósokat is. Részt vesznek a lebegő baktériumsejtekből és a laza, rosszul ülepedő bakteriális agglomerátumokból a tisztított víz felszabadításában, ezáltal hozzájárulnak a tisztítási hatékonyság növeléséhez.

Izolálás és termesztés

Elválasztás az eleveniszaptól. A legmozgékonyabb és legnagyobb egyedet a kezelő létesítményekből vett eleveniszap-mintából fogják ki, és steril csapvízzel egy mikroakváriumba helyezik át.

Ennek az egyednek a lyukról lyukra történő egymás utáni átvitelével elválik más protozoonoktól és cisztáktól. Ezután a megmosott infuzoriumot tenyésztőközeggel ellátott kémcsőbe helyezzük.

7-8 nap múlva az így kapott monokultúrából az egyik legnagyobb és legmozgékonyabb egyed ismét friss táptalajra kerül.

8-10 nap elteltével a tenyészet felhasználható a toxicitás meghatározására.

A csillós állatok tenyésztése tejben. A paramecium-tenyészetet klórmentesített csapvízen termesztik, amelyet 20-szoros vízzel hígított pasztőrözött tejjel adnak hozzá. A csillós tenyészetet havonta egyszer (szükség esetén háromhetente egyszer) újra beoltjuk.

Anyagok és felszerelések

A Paramecium caudatum számlálása MBS-9, MBS-10 vagy más, 8-24-szeres nagyítást biztosító binokuláris mikroszkóp segítségével történik. Átlátszó szerves üvegből készült mikroakváriumok kialakítása az 1. ábrán látható. Használjon szabványos üvegpipettákat a hígításhoz és adjon hozzá azonos mennyiségű vizsgálati mintát.

A vízminták biotesztelése a kiválasztás után legkésőbb 6 órával történik, ha az analízist a megadott időn belül nem lehet elvégezni, a vízmintákat lehűtik (+4°C).

A minták kémiai tartósítószerekkel való tartósítása nem megengedett.

Kontrollként csapvizet használnak, amelyet ülepítéssel és mikrokompresszoros levegőztetéssel 7 napon keresztül klórmentesítenek.

Az egyes anyagok vagy keverékeik toxicitásának meghatározására oldatokat készítenek belőlük bizonyos mennyiségű anyalúg, a vizsgált anyag(ok) klórmentesített csapvízhez való hozzáadásával. A törzsoldatokat desztillált vízben készítjük.

A biotesztelés során a vizsgálati minta hőmérsékletének meg kell egyeznie a tenyészet hőmérsékletével.

Ha a mintában durva szuszpenziók vannak, szűrni kell.

A biotesztelés során a vizsgált oldatok pH-értékének 6,5 és 7,6 közötti tartományban kell lennie.

A biotesztelést káros gőzöket és gázokat nem tartalmazó helyiségben, szórt fénnyel, 18-28°C levegő hőmérsékletű helyiségben végezzük.

Bioteszt lefolytatása

A hígítatlan szennyvíz vagy hígításai, valamint az egyes mérgező anyagok (anyagkeverékek) oldatainak biotesztjéhez egy kutakat tartalmazó mikroakváriumot használnak, amelyet egy sztereomikroszkóp tárgyasztalára helyeznek.

Az egyik üregbe kapilláris pipetta segítségével csillós tenyészetet töltünk.

Minden lyukba kapilláris pipettával 10-12 egyedet helyezünk szabad kutakba úgy, hogy a vizsgált víz mintánként három lyukban legalább 30 csillós legyen (hármas ismétlés).

Vizsgálati tárgy ültetésekor a tenyészfolyadék mennyisége a lyukban nem haladhatja meg a 0,02 ml-t.

Három lyukat használunk kontrollként.

Az ültetés után a csillósokat a kontroll lyukakba öntjük 0,3 ml klórmentesített csapvízben, a kísérleti kutakba - 0,3 ml vizsgálati vízmintában. A bioteszt kezdeti időpontját feljegyezzük, és mikroszkóp alatt megszámoljuk az egyes lyukakban lévő egyedek számát.

Petri-csészébe egy feltöltött lyukakkal ellátott mikroakváriumot helyezünk, melynek aljára vízzel megnedvesített szűrőpapírt teszünk, hogy a lyukak tartalma ne párologjon el, és 1 órán át 22-24°C-on tartjuk. Ezen idő elteltével a túlélő egyedeket mikroszkóp alatt megszámlálják. A túlélők olyan csillók, amelyek szabadon mozognak a vízoszlopban. Az immobilizált személyeket halottnak minősítik. A számlálás eredményét a munkanapló rögzíti.

A biotesztelés eredményét akkor tekintjük helyesnek, és akkor vesszük figyelembe, ha a kontrollkutakban a csillós állatok elpusztulása nem haladja meg a 10%-ot.

A három kút egyedeinek megszámlálása után megkapjuk a tesztvízben életben maradt csillók számának számtani átlagát.

A vizsgálati víz akut halálos hatásúnak minősül, ha a csillós állatok 50%-a vagy több elpusztul benne 1 órán belül.

Egy szennyvízminta vagy egy egyedi anyag (keverék) vizes oldata hígításainak akut letális toxicitásának meghatározásakor a hígítások átlagos letális többszörösét (átlagos letális koncentráció) határozzák meg, amely a vizsgálati tárgyak 50%-ának halálát okozza 1 napon belül. óra - LC 50 - 1 óra (LC 50 - 1 óra).

Az LKr 50 - 1 h (LK 50 - 1 h) kiszámításához szükséges grafikon ábrázolásához a vizsgálati paramétert tetszőleges egységekben - probit, a hígítási tényezőt (koncentráció) - logaritmikus értékekben fejezzük ki.

Az abszcissza tengelyen a szennyvíz hígításainak többszöröse (anyagkoncentráció) koncentrációinak logaritmusait ábrázolják, az ordináta tengelyen a vizsgálati paraméter értékeit probitokban. Az így kapott pontokat egyenes vonal köti össze.

Az ordináta tengely azon pontjától, amely a vizsgált objektum 50%-os halálának felel meg, az abszcissza tengellyel párhuzamos egyenest húzunk, amíg az nem metszi a grafikon vonalát.

A metszéspontjukból merőlegest engedünk le az abszcissza tengelyre, és megkapjuk az LKR 50 - 1 h logaritmusát.

A talált logaritmus értékét átszámítják a hígítási tényező értékére (az anyag mg/l-ében kifejezett koncentráció).

A biotesztelés eredményeit jegyzőkönyv formájában mutatjuk be.

A biotesztelés után a mikroakváriumokat vízzel (legfeljebb 40°C hőmérsékletű) mossuk, alkoholba mártott vattakoronggal áttöröljük, desztillált vízzel mossuk.

A víz toxicitásának értékelése alga bioassay segítségével.

A képlet segítségével kiszámítjuk az algák számának növekedési együtthatóját 96 órára (4 napra).

M = 10 3,

ahol M az algasejtek száma, ezer sejt/ml;

m a megszámlált sejtek száma;

n a kamera számított kis négyzeteinek száma;

V a kamra azon részének térfogata, amely megfelel a kis négyzet területének, ml.

8. A víz toxicitásának értékelése expressz bioteszttel rotifereken

A vizsgált víz lehetséges akut toxikus hatásának meghatározására expressz biotesztet végzünk rotiferek tömegkultúráján.

A vizsgált víz toxikus hatásának értékeléséhez az SOS (a közeg kitisztulási sebességének mutatója) átlagos adatait használjuk. Számítsuk ki az SOS-t a kísérlethez a (2) képlet alapján.

biotesztelés víz toxicitás kálium

SOS \u003d [(C 0 - C t) / (C 0 N t)] V,

ahol COS a tápközeg derítési sebessége, µl/(ind. . min);

C 0 és C t - az algasejtek száma a Goryaev-kamra egy nagy négyzetében a bioteszt elején, illetve végén;

N a rotiferek száma a mikroakváriumban;

t - biológiai vizsgálati idő, min;

V a víz térfogata a mikroakváriumban, µl.

Irodalom

1. Bakaeva E.N., Nikanorov A.M. Hidrobiontok a szárazföldi vizek toxicitásának értékelésében. M.: Nauka, 2006. 257 p.

2. Bakaeva E.N. A vízi környezet toxicitásának meghatározása. Irányelvek. Rostov-on-Don: Everest 1999. 48 p.

4. Nikanorov A.M., Khoruzhaya T.A., Brazhnikova L.V., Zhulidov A.V. Vízminőség-ellenőrzés: toxicitás-értékelés. - Szentpétervár: Gidrometeoizdat, 2000, p. 10-15, 39-42.

5. Bakaeva E.N. A rotiferek létfontosságú tevékenységének ökológiai és biológiai alapjai a kultúrában. Rostov-on-Don: SKNTS VSh, 1999. 51 p.

6. Bakaeva E.N. Az információminőségi garanciák biztosításának lehetősége a rotiferek biotesztelési technikáival // A Kaukázus tudományos gondolata. 1999 No. 5. S. 26-36

7. Bakaeva E.N., Makarov E.V. A rotiferek létfontosságú tevékenységének ökológiai és biológiai alapjai normál és antropogén terhelés mellett. Rostov-on-Don: SKNTS VSh, 1999. 206 p.

9. Nikanorov A.M., Khoruzhaya T.A., Brazhnikova L.V., Zhulidov A.V. Vízminőség-ellenőrzés: toxicitás-értékelés. - Szentpétervár: Gidrometeoizdat, 2000, 16-39.

Az Allbest.ru oldalon található

...

Hasonló dokumentumok

Alga bioindikációs és Lepidium sativum L. bioindikációs módszerek Algák és cianobaktériumok fajösszetétele a MUP "Ufavodokanal" szennyvízében. Algák és cianobaktériumok mennyiségi fejlődésének vizsgálata szennyezett és tisztított vízben.

szakdolgozat, hozzáadva: 2014.06.09

A szennyvizek osztályozása és tisztítási módszerek. Algák és cianobaktériumok minőségi és mennyiségi elszámolása. Módszer a víz toxicitásának meghatározására vízitorma (Lepidium sativum L.) tekintetében. A MUE "Ufavodokanal" szennyvizeinek biotesztelése.

szakdolgozat, hozzáadva: 2014.06.06

Az élelmiszeriparból származó szennyvíz összetétele. Élelmiszeripari szennyvizek természetes vizek állapotára, tározók faunájára gyakorolt hatásának értékelése. A környezetvédelmi jogszabályok biztosításának jogalapja és módszerei a természetes vizek védelme területén.

szakdolgozat, hozzáadva: 2010.08.10

A víz és a benne oldott anyagok hatása az emberi szervezetre. Az ivóvíz ártalmasságának egészségügyi-toxikológiai és érzékszervi mutatói. A természetes és szennyvíztisztítás korszerű technológiái és módszerei, gyakorlati hatékonyságuk felmérése.

szakdolgozat, hozzáadva 2013.01.03

A biotesztelési és bioindikációs módszerek alkalmazásának jellemzői a környezet állapotának nyomon követésére. Természetes és szennyvizek minőségellenőrzése a Daphnia magna Strauss bioindikátoron. Az indikátor érzékenysége különböző vegyi anyagokra.

szakdolgozat, hozzáadva 2009.10.06

A biológiai vízkezelés célja és alapvető módszerei. A jó minőségű szennyvíztisztítás jelentősége a természetes víztestek védelmében. Szerves anyagok lebontása mikroorganizmusok által aerob és anaerob körülmények között, a módszer előnyeinek felmérése.

absztrakt, hozzáadva: 2010.11.14

A szennyvíz újrafelhasználása, mint higiéniai probléma. A szennyvíz biológiai és kémiai szennyezése. Szennyvízkezelési módszerek és a visszanyert víz felhasználásának biztonságának problémái. Az iszap kijuttatásának környezeti értékelése.

szakdolgozat, hozzáadva 2009.12.27

A termelési és fogyasztási hulladék kezelésének problémája. Biotesztelési módszerek tanulmányozása. Tesztobjektumok értékelése. A hulladék veszélyességi osztályának bioteszttel történő megállapításának célszerűsége a CJSC "Trolza" számára gazdasági szempontból.

bemutató, hozzáadva 2012.06.21

A belvizek szennyező forrásai. Szennyvízkezelési módszerek. A szennyvíztisztítás technológiai sémájának megválasztása. A szennyvíztisztítás fizikai-kémiai módszerei koagulánsokkal. A lebegő részecskék elválasztása a víztől.

absztrakt, hozzáadva: 2003.12.05

Természetes víz tisztítása és fehérítése koagulánsokkal és flokkulálószerekkel. A flokkulálószerek vízkezelésre való felhasználásának feltételei. Az ivóvíz minőségi mutatóinak meghatározására szolgáló módszerek. Új akrilamid kopolimerek flokkuláló tulajdonságainak vizsgálata vízben.

Katerinenko Mária

Vízminőség vizsgálata bioteszttel. A „Biotester-2” készüléken a különféle közegek toxicitásának meghatározására szolgáló módszer a csillóscipők kemotaktikus reakciójának szabályozásán alapul.

Letöltés:

Előnézet:

Vízminőség vizsgálata bioteszttel.

Katerinenko Mária. 8. évfolyam, GBOU 359. számú iskola.
Vezető: Nabatova A.V.

Célkitűzés: Fedezze fel a biotesztelés lehetőségét a vízminőség felmérésére.

Relevancia: A víz szerepét az emberi életben nem lehet túlbecsülni. A felnőttek agya 74,5% vízből, vérből 83%, a víz izmaiból 75,8%, a csontokból 22%.

A víz mindössze 3%-ának elvesztése a szervezet által megfosztja az embert a futás képességétől, 5% - lehetetlenné teszi a jelentős fizikai aktivitás elviselését, és 10%-os vízvesztés a szervezet által életveszélyes. A biotesztelés módszere lehetővé teszi a gyors és viszonylag olcsó elemzést, kiküszöbölve a rossz minőségű víz használatával járó kockázatokat.

Kutatási célok:

Ismerni a csillós cipő tulajdonságait, mint vizsgálati tárgyat;
Értse a vizsgálati objektumra gyakorolt hatás mechanizmusát és válaszát;
Tudja, hogyan kell kísérletezni
Hasonlítsa össze a vizsgálandó tárgy reakcióját különböző vízmintákban;
Értékelje a kapott eredményeket, és vonjon le következtetéseket a kapott eredmények alapján.

Diák feliratai:

Vízminőség vizsgálata bioteszttel. A munkát végezte: Katerinenko Maria Vadimovna. 8. "A" osztály. GBOU Iskola No. 359. Vezető: Nabatova A.V.

A tanulmány célja: A biotesztelés lehetőségeinek tanulmányozása a vízminőség felmérésében.

Kutatási célok: Az infusoria cipő, mint vizsgálati tárgy tulajdonságainak megismerése. Ismerje meg a tesztobjektum hatásmechanizmusát, amely választ okoz. Tudja, hogyan kell kísérletezni.

Kutatási célok: A vizsgált tárgy reakciójának összehasonlítása különböző vízmintákban. Értékelje az eredményeket. A kapott eredmények alapján vonjon le következtetéseket!

Biotesztelés. A biotesztelés a környezeti veszélyeztetettség mértékének meghatározása biológiai objektumok segítségével: algák, protozoák stb.

A Ciliates cipők felépítése: 1. nagy mag; 2. kis mag; 3 - csillók; 4 - preorális mélyedés; 5 - emésztési vakuolák; 6 - por; 7 - kiválasztó vakuolák afferens tubulusokkal.

Szerda Lozin-Lozinsky. desztillált víz - 100 ml; 0,1 g - NaCl; 0,01 g - COP l; 0,01 g - CaCl 2; 0,01 g - MgC 1 2; 0,02 g - NaHCO 2.

Infusoria papucsok számolása egy csepp vízben.

Biotesztelés.

Kutatási eredmények:

Következtetés: A nyersvíz minősége adta a legalacsonyabb eredményt. A legjobb eredményeket a forralt víz mutatta. A palackozott víz átlagos. A szűrt víz minősége ebben a vizsgálatban nem jelzésértékű.

Felhasznált irodalom Bukhvalov V., Bogdanova L. Ökológiai szakértelem.-M.: LA Varyag, 1995 Green N., Stout W., Taylor D. Biology in 3-vol. Szerk. R. Sopera. - M.: Mir, 1996 Dogel V.A. Gerinctelen állattan.-M.: Higher School, 1981 Animal Life. T.1.-M.: Education, 1986 Zakharov I.S., Velichko A.N. A csillósállatok hőmérsékleti populációs reakcióinak a környezeti káros tényezők informatív mutatóiként való felhasználásának lehetőségének tanulmányozása.-St. Petersburg: IBRR, 2013 Zakharov I.S., Pozharov A.V. A környezetvédelem biotechnikai módszerei. - Szentpétervár: "LETI" Szentpétervári Elektrotechnikai Egyetem Kiadója, 2001 Zakharov I.S., Pozharov A.V., Sidorenko V.M. A környezeti objektumok ökológiai állapotának integrált értékelésének kifejezett módszerei. Szentpétervár: LETI Szentpétervári Elektrotechnikai Egyetem Kiadója, 2007. Enciklopédia gyerekeknek T.2. Biológia.-M.: Avanta +, 1999 http://chemister.ru/Database/words-description.php ?dbid=1&id=49 http://www.bioind.narod.ru/Articles/guppi.htm http://ru.wikipedia.org/wiki/%D0%91%D0%B8%D0%BE%D0% B8%D0%BD% D0%B4%D0%B8%D0%BA%D0%B0%D1%86%D0%B8%D1%8F

Köszönöm a figyelmet!

Szennyvíz biotesztelése Daphnia módszerrel. Kezdje a tudományban

ÁLTALÁNOS RENDELKEZÉSEK

KÖZVÍZ- ÉS IVÓVÍZELLÁTÁSI RENDSZEREK VÍZMINŐSÉG-ELLENŐRZÉSÉRE ALKALMAZOTT BIOTESTEZÉSI MÓDSZEREK JELLEMZŐI

A KÖZPONTOS KÖZVÍZ- ÉS IVÓVÍZELLÁTÁSI RENDSZEREK VÍZMINŐSÉG-ELLENŐRZÉSÉRE VONATKOZÓ BIOTESTÉZÉSI MÓDSZEREK ÁLTALÁNOS SZABÁLYAI

1. FÜGGELÉK: BIOTESZTELÉS SEJT TESZT OBJEKTUM ALKALMAZÁSÁVAL (granulált bikasperma)

1. ábra. Rendszer blokkdiagram

2. FÜGGELÉK: BIOTESTEZÉS PARAMÉCIUM INFUSORIANOK HASZNÁLATÁVAL

Bevezetés

A biotesztelés mint ökológiai kutatási módszer

A biotesztelés lényege és módszereivel szemben támasztott követelmények

Küldje el a jó munkát a tudásbázis egyszerű. Használja az alábbi űrlapot

Hasonló dokumentumok

Letöltés:

Előnézet:

Diák feliratai:

Legújabb

Ismerni kell